腺病毒(adenovirus)常见问题解答(腺病毒,载体,病毒,转染) - 微生物实验 - 生物秀
标题: 腺病毒(adenovirus)常见问题解答(腺病毒,载体,病毒,转染)
摘要: [腺病毒(adenovirus)常见问题解答(腺病毒,载体,病毒,转染)] 汇总了腺病毒(adenovirus)的一些常见问题及解答！1 目前，对于基因治疗(gene therapy)的载体选择，很难有一个统一的结论，文章也很多，我将在如下给出。本人认为，无论选择哪种载体，关键在于此载体在局部的表达效率。无论是采用IN VIVO 或者EX VIVO的方法，因为我们最终的目的是要在局部表达我的目的基因，并且使其具有一定的作用。而对于载体的副作用，目前较为公认的就是病毒载体转 关键词:[腺病毒 载体 病毒 转染 重组 受体 滴度]……
汇总了腺病毒(adenovirus)的一些常见问题及解答！1.目前，对于基因治疗(gene therapy)的载体选择，很难有一个统一的结论，文章也很多，我将在如下给出。本人认为，无论选择哪种载体，关键在于此载体在局部的表达效率。无论是采用IN VIVO 或者EX VIVO的方法，因为我们最终的目的是要在局部表达我的目的基因，并且使其具有一定的作用。而对于载体的副作用，目前较为公认的就是病毒载体转染效率高，但副作用大；质粒载体毒性小，但转染效率比较低。同时，对于目前所常用的一些带有报告基因的表达载体如BD公司所开发的系列载体，pEGFP、pDsRed、pEYFP和pECFP等 ：这些载体如果用于细胞水平的检测，也许会更加的方便、直观，但是，如果用于体内的基因治疗(gene therapy)，那就不是一个理想的载体了。而传统的表达载体如INVITROGEN公司（)的pCDNA载体系列，会更好一些。同时，为了获得更加高效的表达，一些公司也开发出了具有信号肽的表达载体，以增加外源基因的分泌表达。http://www.med.umich.edu/vcore/Plasmids/pUMVC6a.htm http://www.med.umich.edu/vcore/Plasmids/pUMVC7.htm 正如一个疾病的治疗一样，治疗的方法越多，就证明还没有一个最有效地治疗手段。基因治疗(gene therapy)的载体也是同样，很难说哪个载体具有高转染、高表达、低毒性的全部优点。以上是本人的一点愚见，还请各位同道指正。2.转染过小鼠肝癌细胞H22，请赐教：用什么方法可以达到最佳效果，脂质体、电转还是重组病毒？如果用脂质体，哪家的最好？
H22细胞为悬浮细胞，用病毒（逆转录病毒和腺病毒(adenovirus)）最为理想，一是转染效率高，二是不用筛选直接用于实验。但逆转录病毒的转染效率并不能达到100%，且影响因素多，而腺病毒(adenovirus)感染效率高，几乎可达100%，但只能短期表达（7－10天），随着细胞传代，外源基因会逐渐丢失。 　当然，H22也可用脂质体进行转染，筛选应在96孔板上进行，由于培养液少、细胞相对静止，两周后可见细胞克隆生长，在倒置显微镜下用吸管吸取克隆，进行扩大培养。　3.重组腺病毒(adenovirus)作基因治疗(gene therapy)，因为不是很了解，用AdEasy系统可以吗？具体的实验步骤是来自什么地方？主要细胞及的来源？.BIOgene公司有整个系统，从质粒到细胞都有，我AdEasy的基本原理请参阅文献Proc.Natl.Acad.Sci.USA Vol.95.pp.,March 1998 4.以腺病毒(adenovirus)为载体做肿瘤细胞的基因转染，查文献，病毒滴度测定用噬斑法，但所用细胞不统一，是否有统一规定？就用肿瘤细胞来测行吗？
只有能反式提供E1的细胞才能用来测腺病毒(adenovirus)滴度，一般用HEK293细胞，用肿瘤细胞肯定不能形成噬斑。1）腺病毒(adenovirus)E1区有转化细胞能力，出于安全性的考虑，也是为了增加载体的包装容量，现在通行的腺病毒(adenovirus)载体是E1区缺失的。 2）由于E1区是复制必需区，所以需要包装细胞系反式提供E1蛋白，这种细胞系最常见的就是293系列和911细胞。 3）病毒感染性滴度的测定方法有几种。一般是通过噬斑记数来测定的，所以需要能够支持病变的细胞基质。如果你的病毒带有荧光或颜色标记，可以用一般的细胞系进行滴度测定，前提是病毒可以感染这种细胞。 5.腺病毒(adenovirus)主要通过CAR介导感染细胞，感染效率不仅和MOI有关，而且与靶细胞表面的CAR表达量相关，例如对于单核细胞，由于CAR表达量很低，无论MOI有多高，感染率都很低；但对于其他多种细胞类型，腺病毒(adenovirus)介导的基因转染效率都很高。而对于脂质体介导的转染来说，脂质体和基因载体的用量都有一定的限制，超量使用对细胞的毒性很明显。我个人认为这两种方法的可比性不强，而且后者在大多数情况下转染效率低于前者。“腺病毒(adenovirus)的转染效率主要取决于靶细胞表面的CAR表达水平和感染时所选定的MOI“的含义是什么？ 外壳蛋白未经过改造的腺病毒(adenovirus)载体对细胞的有效感染需要细胞膜上表达有两个必要的受体，即负责腺病毒(adenovirus)与细胞粘附接触的柯萨奇－腺病毒(adenovirus)受体(CAR)和负责将腺病毒(adenovirus)内化的整合素型受体(αⅤβ3、αⅤβ5或αⅢβ1)。 上述所说应该是5型Ad（属于A组腺病毒(adenovirus)）。对于B组腺病毒(adenovirus)如Ad35，其细胞受体是CD46，在人的所有体细胞表面都有该受体。所以35型腺病毒(adenovirus)可以感染几乎所有的人的体细胞。AGTC公司新近推出的Ad5F35载体是将Ad5的Fiber改造成Ad35的Fiber。因此，将会对许多研究者开展干细胞、DC细胞或其它Ad5难以转导的细胞的基因转移研究有很大帮助。MOI是病毒浓度的单位。1个MOI定义为加入到细胞中的病毒颗粒数，即理论上一个细胞中转入一个病毒颗粒。6.腺病毒(adenovirus)的保存方法是什么？温度应是-20、70、80℃？要不要加保护液，例如甘油什么的？做体外实验要不要纯化腺病毒(adenovirus)？越低保存时间越久。要不要加保护液，例如甘油什么的？可以不要。做体外实验要不要纯化腺病毒(adenovirus)？根据需要一般如果在10e10以上可以不用。80℃，10%甘油保存即可。 腺病毒(adenovirus)没有那么娇，关键看何时要用，4度冰箱可放置1－3月，－20度可保存1－2年，此外，体外的滴度要求不高，无需纯化，但滴度还是要测的。而体内一定要纯化至高滴度，一般是在超滤下完成。每次超滤要损失80％，工作量很大哦。8.用脂质体转染293需7-10天，在这期间要从板分到瓶，可不可以用胰酶消化？用脂质体转染293细胞是只需要一天时间，一般是先将生长状态较好的细胞约50－70%传入一新瓶，约12－24小时，用100ulHBS＋10ul脂质体，混合，最好用聚丙已烯管，另外一管用100ulHBS＋10ulDNA混合，然后两者作用10-15分钟，用来转染293，293先用无血清DMEM清洗二次，避免细胞悬浮，加入2ml左右无血清培养基，再缓慢加入上面的混合液，12小时左右，换含10%血清的DMEM，一般几天后，培养基消耗尽后应换液，也可以从板分到瓶，或是从小瓶分入大瓶，但绝对不可以用胰酶消化。9.转染后收病毒时，只取293细胞弃上清进行冻融还是连培养上清和细胞一起要呢？
我的实验是等细胞出现50%左右CPE后，一般要传至2-3代才能成功，上清液我通过PCR等实验后，发现并没有病毒释放，所以还是直接1000g，5min，离心，加入1ml左右PBS，分入eppendorf，再进行冻融，3－4次后，离心，再转染新的293，10.转染48小时后分板时，由于没用酶，简直吹不下来，吹下来的也成团的厉害，怎么处理？直接种在25CM2瓶中，过上7天左右，当中换液，分板的话不能用酶，293细胞应该比较好吹的，如在75CM2中则相对难吹。收病毒的时候都是细胞有CPE，好多上浮，随便吹就可以。11.腺病毒(adenovirus)质粒(含GFP)转染293后有少量荧光出现,再感染扩增后看得到293有病毒感染的变化,但是没观察到荧光,是本身转染失败了,还是仅GFP丢失呢?会不会有病毒产生却没GFP呢?
可能是应用了AdEasy腺病毒(adenovirus)系统，即是第一代非增殖腺病毒(adenovirus)系统之一。这一类腺病毒(adenovirus)通常是E1缺失伴有E3缺失，它在293中增殖需要293中E1区的功能，同时它可能与293中E1区发生同源重组，从而产生野生型腺病毒(adenovirus)。由于野生型腺病毒(adenovirus)在293的增殖能力通常大于AdEasy腺病毒(adenovirus)系统，因此随着病毒传代次数增加，其野生型腺病毒(adenovirus)越来越多，需要带有目的基因的AdEasy腺病毒(adenovirus)越来越少，就可能出现上述情况。检查是否出现野生型腺病毒(adenovirus)，可用E1内设一对引物，如阳性，即出现野生型腺病毒(adenovirus)。亦可以将病毒接MOI=1感染Hela细胞，如出现病变，即出现野生型腺病毒(adenovirus)。 E1缺失的腺病毒(adenovirus)在不表达E1的Hela细胞上是不扩增的，而野生型腺病毒(adenovirus)可以扩增，从而产生病毒病变斑。我想选moi=1的目的是避免E1缺失的腺病毒(adenovirus)滴度过高，产生细胞病变，影响观察。当然不一定为1，低一点好些。12.. 已构建目的基因的腺病毒(adenovirus)AdEasy-1 用Pac I 酶切后，转染293细胞，293细胞的融合度是多少时合适？70-80%13. 为什么转染后需要孵育7-10天才能行？病毒增殖需要时间 14. 如果不到7天293细胞就出现了CPE，怎么办？可以挑克隆坚定15. 如何测定病毒滴度？哪种方法更好些？TCID50法或空斑法16. 如何计算需要扩增病毒的量？产量大概是1E4 PFU/CELL17.一个重组腺病毒(adenovirus)载体，用293细胞扩增，但加入病毒好几天后，细胞还在长，也没有观察到CPE的出现，最有可能是什么原因？
细胞应为HEK293，请确认不是293T； 是重组病毒还是重组病毒载体？前者可以直接扩增，后者因系统不同需要共转染或转染HEK293获得重组病毒； 在细胞密度较大的情况下，CPE出现要晚一些； 病毒滴度，这要问提供者；18.何为AdEasy？是一种利用细菌进行重组的腺病毒(adenovirus)系统，相对于早期在293细胞中重组的腺病毒(adenovirus)系统而言，它具有操作简单，重组成功率较高、重组时间较短而被人们广泛应用。但随着对该系统的广泛应用，该系统存在着明显缺陷，首先应用该系统获得重组腺病毒(adenovirus)通常病毒滴度较低，我们曾经应用该系统重组了十多个腺病毒(adenovirus)，随一个腺病毒(adenovirus)滴度较高外，其它腺病毒(adenovirus)滴度在2-10x10E8/75cm2瓶子，明显低于其它腺病毒(adenovirus)系统重组系统。其次该系统采用human CMV pomoter，使其目的基因的表达量(特别是动物体内)明显低于Micobix公司及新基因网站中的采用mouse CMV pomoter。再次，该系统相对Micobix公司、新基因网站的Cre-Loxp及Clontech的Adeno-X的腺病重组系统而言，操作过于复杂，重组成功率低、重组时间较长。当然AdEasy还有一些优势，如它可同时携带EGFP以便于检测。AdEasy的缺点并不在于其复杂，实际上对于一般的分子学实验室而言，经过改进的AdEasy重组方法的技术难度为0。如楼上所说，AdEasy病毒滴度常常上不去（而腺病毒(adenovirus)载体的主要优点之一就是易于制备高滴度病毒），这主要是由于其利用的是细菌内重组，远不如细胞内重组严格，导致腺病毒(adenovirus)的基因组序列常会发生一些突变，从而影响病毒的复制功能。因此，我更倾向于在包装细胞系内利用位点特异性重组（如Cre-Loxp等）方法获得重组腺病毒(adenovirus)。19.目前关于合适载体的选择，是决定基因治疗(gene therapy)是否有效的关键因素之一。一般来说，载体的选择主要从以下方面考虑：①转移目的基因所要表达时间的长短，②靶细胞的分裂期，③靶细胞的类型，④转移目的基因的大小，⑤载体是否引起机体的免疫反应以及是否具有毒副作用，⑥载体是否可以多次导入体内，⑦构建载体的难易程度，⑧载体转移系统的有效性和可行性，⑨载体的安全性和目的基因的可调节性基因治疗(gene therapy)的载体分为非病毒载体和病毒载体。非病毒载体主要包括裸质粒、基因枪、阳离子脂质体－DNA复合物，DNA－配体复合物等方法。但更常用的是病毒载体，常用的病毒载体包括逆转录病毒、腺病毒(adenovirus)、疱疹病毒和腺相关病毒，其中逆转录病毒介导的基因转移具有高效、能整合及拷贝数恒定等优点，但只能感染分裂复制的细胞，因而对高度分化而不分裂的细胞就难以实施基因转移，同时在辅助细胞中有可能同源重组成野生型病毒，引起细胞恶性转化。另外，逆转录病毒介导的基因转移多属于ex vivo 方式，需将靶细胞从体内取出，进行基因修饰，然后移植到体内，技术要求高，操作复杂。腺病毒(adenovirus)具有高滴度、高感染性等优点，但腺病毒(adenovirus)不能将外源基因整合到细胞染色体，它所介导的基因只能在细胞内暂时表达，腺病毒(adenovirus)的基因组比较大，在转移外源基因的同时也表达大量，机体很可能识别这些质，并将受感染的细胞杀灭，所以，腺病毒(adenovirus)不能使外源基因在体内长期有效表达。腺相关病毒载体具有具有转染效率高、表达稳定、表达持续时间长等优点成为目前基因治疗(gene therapy)领域中倍受瞩目的载体之一。但是腺相关病毒载体具有基因表达明显的“滞后性“，对于要求目的基因转移后就产生即刻效果来说，还存在一定的问题。所以，寻找一种合适的载体用于基因治疗(gene therapy)，是非常关键的。欢迎大家都基因治疗(gene therapy)的载体做一讨论。能否寻找一种能够整合到基因组，表达持续稳定，感染分裂期和非分裂期细胞，而且引起机体的免疫反应小，转染后介导目的基因即刻、持续稳定表达。质粒也是很好的载体，尽管它的转染率较低但没有病毒载体的毒副反应。AAV理论上是比较好的载体，但最近研究发现它同样存在抗原性和炎性反应，同时有研究发现它能诱导肿瘤发生20.腺病毒(adenovirus)最大的缺点？就是引起机体的免疫反应比较强，所以导致了目的基因不能长期表达。目前腺相关病毒载体是比较好的一种载体，引起机体的免疫反应轻微，而且可以转染分裂期和非分裂期细胞，可以整合到染色体基因组中，但是目的基因表达有明显的滞后性，而且包装容量有限，目的基因的大小不能超过4.5kb。21.请问在制备腺病毒(adenovirus)的过程中为什么要用琼脂糖覆盖细胞？有些外文的实验手册中并未提到此问题。不做此步骤行不行？对琼脂糖有没有特殊要求？
1在实验中避免交叉感染，在观察空斑时比较方便。不盖胶，染色会使细胞脱落，病毒丢失，当然了也不能单克隆化。 2可以不做，但有一定的条件，比如采用在细菌内重组的pAd-easy系统或者Microbix的AdMax Kit D系统等。 一定要使用低熔点琼脂糖，否则凝固太快，而且挑斑时也不方便。操作要轻柔。 LMA买来后要做一下盖顶预实验，避免对细胞有毒性。最好买优质的，1克能用很多次了。 1 配置1%的低熔点琼脂糖，高压消毒备用； 2 配置2X高糖DMEM培养液，含10%马或新生牛； 3 转染后6-8小时，更换完全培养液，12小时或overnight后进行盖顶。
（1）将1%LMA预热至80度，2X DMEM预热至37度；
（2）取快速等量混匀，待温度适中时即不烫手时以每孔2ml加入六孔板，注意一定要贴壁加，避免将细胞吹起；
（3）置4度10分钟使之凝固后，放回培养箱。 4 定期观察，必要时可在胶上再次盖顶或加培养液，注意不能破坏第一次的盖顶胶22.什么是MOI test？在培养的细胞中加入不同体积或（不同稀释倍数）的病毒上清，三天后观测CPE的发生，如果所有细胞发生CPE，即MOI为10～20。当然这些是从文献中获知，且MOI也只是一个估计值，具体准确的计算方法如何?对于转染了含GFP的腺病毒(adenovirus)是否可以通过计算转染率获得MOI？另外在做这一步实验时，对于细胞的汇合程度是否有要求？MOI指number of virus per cell，所以要对病毒滴度做准确测定。测滴度，有三种方法：空斑形成实验、终点稀释实验和OD260，前两种测的是有感染能力的病毒颗粒，而OD260是用物理方法测定病毒颗粒浓度，测定前须对病毒粗提液进行纯化，结果包含无感染能力的病毒。对于不同的细胞，相同的MOI达到的转染率不同，主要是细胞表面CAR表达水平不同所致。请参考Current protocol in human genetics和BD CLONTECH的关于腺病毒(adenovirus)的操作说明，详见 23.在过去两年中，研究去除对腺病毒(adenovirus)本身的受体科萨奇腺病毒(adenovirus)受体的靶向而转而靶向某和细胞或组织特异性受体的靶向腺病毒(adenovirus)体取得了明显进展目标是。（1）使腺病毒(adenovirus)特异性感染目的靶器官，用最低剂量获得最大疗效，（2）通过减低腺病毒(adenovirus)载体同网状内皮系统作用，最大限度减少降低天然免疫反应。（3）潜在阻止中和抗体对腺病毒(adenovirus)载体的中和作用。靶向腺病毒(adenovirus)另一作用是使靶向腺病毒(adenovirus)能有效转染某些腺病毒(adenovirus)受体(科萨奇腺病毒(adenovirus)受体)低表达的细胞株。去除针对腺病毒(adenovirus)本身受体(科萨奇腺病毒(adenovirus)受体)的靶向的最直接的方法是用带有其他种属外壳的人血清型假型病毒载体或直接应用非人类血清型的腺病毒(adenovirus)载体。这种方法能防止体内已经存在的腺病毒(adenovirus)中和抗体来中和腺病毒(adenovirus)载体。其他靶向方法可分为两类，一类是通过基因改造尤其是改造纤毛蛋白和纤毛蛋白结来改造病毒外壳。另一类靶向方法是通过一个既能结合腺病毒(adenovirus)载体又能结合特异性受体的双功能中间物体来介导。腺病毒(adenovirus)载体的基因改造重新靶向包括通过突变或删除科萨奇腺病毒(adenovirus)受体-结合序列来去除腺病毒(adenovirus)正常的结合能力，插入外源序列至纤毛蛋白结合环中来重新靶向载体至所选择的细胞株中。这种方法可行性已经在识别位于三个分岔的科萨奇腺病毒(adenovirus)结合点旁保守区域得到了证实。但纤维蛋白结合点如此复杂，以至于改造可能使纤维蛋白体不能三聚化而导致不稳定，从而使改造载体无功能。因此，一种改进的方法是全部删除病毒纤维蛋白结部分，用一个使无纤维蛋白三聚化和特异性结合靶细胞的双功能基因替代它。这些方法已广泛实验，包括在内皮细胞、平滑肌细胞、大脑毛细床、分泌滑液细胞、肿瘤细胞内呈现出有效的转导率（3个数量级提高）。靶向整合素精氨酸-甘氨酸-天冬氨酸多肽位点基因改造腺病毒(adenovirus)载体I期临床试验正在治疗卵巢癌、复发性口腔癌。去除腺病毒(adenovirus)载体天然亲和力需要包装发展细胞株，纤维蛋白结改造限于大约30个。尽管有这些局限性和额外复杂性，这种单组分腺病毒(adenovirus)载体比由载体、靶向配体以及载体结合配体的双组分腺病毒(adenovirus)载体在产量和临床应用方面有直接的优势。两组分腺病毒(adenovirus)载体的优势在于可靶向多种受体，不需要对载体进行基因改造。两组分载体最常见的方法是应用是双特异性功能，双特异性功能一方面针对纤维蛋白，另一方面针对细胞受体，如在肿瘤细胞表达的受体，或肿瘤血管生成区域上调的细胞表面抗原受体。这种方法通常被用来提供某一假定靶向配体存在的证据。除了上述病毒颗粒靶向方法外，应用组织特异性启动子可使基因在特异性组织中转录。这种方法不能阻止载体同网状内皮系统相互作用，但它在肌肉组织或肝脏特异性表达带来了意想不到的好处，没有检测到针对外源转基因的抗体反应，这些转基因表达延长。在腺病毒(adenovirus)载体靶向领域，仅仅有一部分研究最近发表，显然，这些努力将会促进这领域发展。体内全面评价载体改造非常重要，例如，最近Smith等报告仅仅突变在纤维蛋白结合点科萨奇腺病毒(adenovirus)受体结合位点来重新靶向诱导是不够的。这些研究者突变了5型腺病毒(adenovirus)纤维蛋白科萨奇腺病毒(adenovirus)受体结合位点仅仅发现在小鼠肝脏内转染率增加了。这种结果可能非依赖于科萨奇腺病毒(adenovirus)受体而是与硫化葡聚糖肝磷脂途径有关，这可能对现在接受的细胞进入途径提出疑问24.要从细胞中用RT-PCR扩增出某基因，然后将其转入腺病毒(adenovirus)载体，构建携带此基因的重组腺病毒(adenovirus)载体。 在使用软件设计引物时，怎样才能使扩增出来的全长能接到腺病毒(adenovirus)上？ 如何构建携带外源基因的重组腺病毒(adenovirus)载体？1.首先在GENEBANK中查到你要做的东东的序列http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=Nucleotide 2.按照查出的全长序列起始端设计引物。引物设计所循原则其他帖子中已有详尽讨论，请参见。 3.提取RNA，进行RT-PCR 扩增。扩增产物先构建到一般载体上，包括克隆载体如T载体，或表达载体，如PQE载体。前者以RT-PCR产物直接与载体连接，后者需要以引物事先设计的酶切位点进行酶切后再连接。转化后挑菌筛选，对阳性克隆酶切鉴定或测序后如果无误，就说明全长目的片段构建至载体上。 4.将目的片段切下，构建到病毒穿梭质粒上，如P-shuttle质粒，鉴定无误后再与病毒进行同源重组。关于重组腺病毒(adenovirus)技术，美国的TONG-CHUAN HE是专家。其在PNAS 上发表的一篇文章很有价值，可以仔细阅读，希望能有所帮助。 Proc. Natl. Acad. Sci. USA Vol. 95, pp. , March 1998 Adeasy系统是效率最高的腺病毒(adenovirus)系统之一，便于初学者掌握。 除了楼上介绍的文章之外，还可以到该系统的网页看看，从原理到操作都有了。 http://www.coloncancer.org/adeasy.htm 25.在体外细胞转染时，大家都把GFP的表达看作病毒转染的一个标志。但在体内实验时，很多作者并没有描述GFP在组织内的表达情况，通常是通过免疫组化、WESTERN等方法来检测目的基因的表达来作为转染成功的标志。当然也能说明问题。可为什麽体内实验不描述GFP表达来说明病毒转染成功呢？这不是更直观吗？是GFP在体内表达有困难吗？
GFP作为转染标志在重组腺病毒(adenovirus)领域已有广泛应用，但使用时有一些注意事项：１以IRES引导置于目的基因下游：　　　GFP表达只能作为被腺病毒(adenovirus)感染的标志，但不能表明目的基因表达与否，也不能确定目的基因的表达水平；２目的基因与治疗基因融合表达：　　　GFP表达不仅能作为被腺病毒(adenovirus)感染的标志，而且能作为确定目的基因表达水平的定量指标，但是目的基因的功能是否受到融合表达的影响应该予以证实．
回复需要，支持回复
一般来说， 腺病毒(adenovirus)感染细胞后24-48小时外源基因表达到达高峰。为什么我的腺病毒(adenovirus)（Adeasy系统包装的）感染骨髓基质细胞后第5天才能观察到GFP峰值表达？ 是否是出现了野生型腺病毒(adenovirus)？ 如果是野生病毒还会出现荧光吗？此外，腺病毒(adenovirus)一般在293中扩增多少代比较保险？（我是扩增到8代内）急盼望指教！！！回复好东西,多谢了回复太好了~ 系统看看~回复好东西虽然我是初学者　觉得有点深奥　呵呵能否分享一下实验流程您做miRNA的转染实验吗
急盼分享经验回复非常好
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趋化因子CXCL12受体CXCR4 shRNA对胶质瘤细胞U87增殖及血管内皮生长因子、白细胞介素-8表达的影响
目的 探讨趋化因子CXCL12受体CXCR4shRNA对胶质瘤细胞U87增殖及血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor,VEGF)和白细胞介素-8(interleukin-8,IL-8)表达的影响,为胶质瘤的基因治疗提供实验依据.方法 用脂质体LipofectimineTM 2000分别将CXCR4shRNA载体pGPU6/GFP/Rac 1-421和非特异质粒pGPU6/GFP/NC转染U87细胞,并设未转染组,转染后48 h,采用RT-PCR法检测各组细胞中CXCR4基因mRNA的转录水平;转染后24、48、72 h,采用MTT法检测细胞的增殖活力,ELISA法检测细胞培养上清中VEGF和IL-8的含量.结果 转染pGPU6/GFP/Rac 1-421可使U87细胞中CXCR4基因mRNA的转录水平、细胞体外增殖活力及细胞培养上清中VEGF和IL-8的含量均明显降低,与pGPU6/GFP/NC组和未转染组比较,差异有统计学意义(P＜0.05).结论 CXCR4shRNA可下调U87细胞中CXCR4基因mRNA的转录,抑制细胞增殖,降低VEGF和IL-8的产生,提示CXCR4在胶质瘤发展过程中具有重要作用.
ZHAO Xue-xin
作者单位：
四平市第一人民医院神经外科,吉林四平136001
吉林省人口生命科学技术研究院,吉林长春130000
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万方数据电子出版社慢病毒介导过表达CXCR4基因修饰脐带间充质干细胞体外迁移研究--《天津医科大学》2013年硕士论文
慢病毒介导过表达CXCR4基因修饰脐带间充质干细胞体外迁移研究
【摘要】：目的
通过过表达趋化因子受体4(CXCR4)基因修饰的人脐带间充质干细胞(hUC-MSCs)的建立,体外观察hUC-MSCs细胞迁移,探讨SDF1α-CXCR4轴介导的hUC-MSCs细胞迁移,以证实SDF1α-CXCR4在细胞迁移过程中的作用。
提取Wistar大鼠大脑组织总RNA通过RT-PCR获取cDNA文库；据Genebank获得大鼠CXCR4编码区全长序列,按照慢病毒载体酶切位点,设计CXCR4上下游引物,通过聚合酶联反应(PCR)获得CXCR4基因片段,与双酶切线性化的慢病毒载体质粒(pCDHl-MCS-EF1-copGFP)连接,完成过表达CXCR4的慢病毒载体质粒(pCDH1-CXCR4-EF1-copGFP)的构建;包装慢病毒,并采用流式细胞仪测定慢病毒滴度；利用慢病毒感染hUC-MSCs,建立过表达CXCR4的人脐带间充质干细胞群(Lenti-GFP-CXCR4-hUC-MSCs);采用Transwell实验观察细胞群迁移,并进行统计学分析。
Wistar大鼠cDNA文库构建成功,通过PCR扩增获得大鼠CXCR4基因片段为1050bp,与pCDH1-MCS-EF1-copGFP连接成功,转化获得过表达CXCR4的慢病毒载体质粒pCDH1-CXCR4-EF1-copGFP,包装携带GFP的过表达CXCR4的第三代慢病毒成功,滴度为7.89x105TCID50/mL。可感染hUC-MSCs获得Lenti-GFP-CXCR4-hUC-MSCs,荧光显微镜观察示GFP表达可超过90%,经体外培养传代,Real time-PCR及Vestern blot检测CXCR4表达持续增高,且不随传代次数增加而降低,与感染前hUC-MSCs相比有统计学差异。Transwell小室检测证明随着SDF1α浓度增高,Lenti-GFP-CXCR4-hUC-MSCs迁移率比hUC-MSCs迁移率逐渐增高,p0.05,有统计学差异。SDF1α的趋化作用可被CXCR4的特异性抑制剂AMD3100阻断。
过表达CXCR4慢病毒可感染hUC-MSCs; Lenti-GFP-CXCR4-hUC-MSCs CXCR4mRNA及蛋白表达含量均持续增高；SDF1α主要通过CXCR4发挥趋化作用,且细胞迁移率呈现出SDF1α浓度依赖性,这种趋化作用可被AMD3100阻断；本实验采用体外实验,排除SDF1α之外的非研究因素影响,更具针对性研究SDF1α-CXCR4轴介导的hUC-MSCs靶向细胞迁移,为hUC-MSCs靶向细胞迁移修复组织损伤提供理论基础和实验依据。
【关键词】：
【学位授予单位】：天津医科大学【学位级别】：硕士【学位授予年份】：2013【分类号】：R450【目录】：
中文摘要4-6Abstract6-10缩略语/符号说明10-12前言12-16 研究现状、成果12-14 研究目的、方法14-16一、第三代慢病毒载体pCDH1-CXCR4-EF1-copGFP的构建16-25 1.1 对象和方法16-21
1.1.1 实验材料16-17
1.1.2 实验方法17-21 1.2 结果21-22
1.2.1 Wistar大鼠cDNA文库的建立21
1.2.2 CXCR4基因片段21-22
1.2.3 EcoR Ⅰ/Xha Ⅰ双酶切鉴定慢病毒载体质粒22
1.2.4 第三代慢病毒载体质粒测序22 1.3 讨论22-24
1.3.1 第三代慢病毒概述22
1.3.2 HIV-1慢病毒载体的发展22-23
1.3.3 慢病毒载体在医学中的应用23-24 1.4 小结24-25二、第三代慢病毒介导的过表达CXCR4的脐带间充质干细胞群Lenti-GFP-CXCR4-hUC-MSCs的建立25-36 2.1 对象和方法25-33
2.1.1 实验材料25-26
2.1.2 实验方法26-33 2.2 结果33-34
2.2.1 细胞培养33
2.2.2 慢病毒包装33
2.2.3 重组慢病毒颗粒滴度测定33-34
2.2.4 慢病毒感染hUC-MSCs34
2.2.5 Real time-PCR34
2.2.6 Western blot34 2.3 讨论34-35 2.4 小结35-36三、SDF1α-CXCR4轴调节hUC-MSCs的体外迁移实验研究36-43 3.1 对象和方法36-39
3.1.1 实验材料36-37
3.1.2 实验方法37-39 3.2 结果39
3.2.1 不同浓度SDF1α介导的细胞迁移39
3.2.2 CXCR4特异抑制剂对细胞迁移的影响39 3.3 讨论39-41
3.3.1 SDF1а-CXCR4生物轴40-41
3.3.2 hUC-MSCs细胞迁移有关通路41 3.4 小结41-43结论43-44参考文献44-52发表论文和参加科研情况说明52-53附录53-62综述62-72 综述参考文献67-72致谢72
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