植物dna提取实验报告(共7篇)
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植物dna提取实验报告(共7篇)
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篇一：DNA提取实验报告 大肠杆菌和植物基因组DNA提取 生科基 彭健鹏 8
1.大肠杆菌DNA提取方案设计 实验目的 学习并掌握细菌基因组的提取方法 提取大肠杆菌DH5α中的DNA并进行质量检测 实验概述 提取DNA的一般过程是将分散好的组织细胞在含十二烷基硫酸钠（SDS）和蛋白酶K的溶液中消化分解蛋白质，再用酚和氯仿/异戊醇抽提分离蛋白质，得到的DNA溶液经乙醇沉淀使DNA从溶液中析出。 试验准备 实验材料：大肠杆菌DH5α菌液 实验试剂：LB液体培养基，TE溶液，10%SDS，蛋白酶K，5mol/L NaCl， CTAB/NaCl溶液，酚/氯仿/异戊醇，异丙醇，70%乙醇 实验仪器与用具：微量移液器，低温离心机，水浴锅，eppendorf管，恒温摇床 实验步骤 （1）将2mL培养至对数期的大肠杆菌DH5α菌液5000rpm冷冻离心10分钟弃上清； 目的：分离大肠杆菌与其培养液。 （2）加190μL TE悬浮沉淀，并加10μL 10%SDS，1μL 20mg/mL蛋白酶K，混匀，37℃保温1h； 目的：裂解大肠杆菌。 （3）加30μL 5mol/L NaCl，混匀； 目的：盐析。NaCl降低DNA在水中的溶解度且不破坏其结构,从而提取粗的DNA。在浓氯化钠（1-2M）溶液中， DNP 的溶解度很大， RNP 的溶解度很小；在稀氯化钠（0.14M）溶液中， DNP 的溶解度很小， RNP 的溶解度很大；0.14MNaCl-0.01MEDTA溶解RNP，而使DNP沉淀。 （4）加30μL CTAB/NaCl溶液，混匀，65℃保温20min； 目的：CTAB(十六烷基三乙基溴化铵)是一种去污剂，可溶解细胞膜，它能与核酸形成复合物，在高盐溶液中（0.7 mol/L NaCl）是可溶的，当降低溶液盐浓度到一定程度（0.3 mol/L NaCl）时，从溶液中沉淀。通过离心就可将CTAB-核酸的复合物与蛋白，多糖类物质分开。最后通过乙醇或异丙醇沉淀DNA，而CTAB溶于乙醇或异丙醇而除去。 （5）加入300μL酚/氯仿/异戊醇（25：24：1）抽提，5000rpm离心10min，将上清液移至干净离心管； 目的：分离蛋白多糖和DNA，得到较纯的DNA，若此步得到DNA不纯，可重复此步骤进行多次纯化。（6）加300μL异丙醇，颠倒混合，室温下静止10min，沉淀DNA；5000rpm离心10min，沉淀DNA，加入500μL70%乙醇，5000rpm离心10min，弃乙醇，吸干； 目的：将DNA沉淀出，进一步用乙醇促进DNA析出水。 （7）取少量用光谱仪测DNA质量，并取少量跑电泳。 目的：对DNA纯度的检测。 注意事项 DNA浓度和纯度的测定方法 从提取的DNA样品中取出1μL，用TE稀释到100μL，用紫外/可见分光光度计，分别测定260 nm和280 nm的吸光值OD260和OD280，计算检测DNA的纯度、浓度和产率。 (1)DNA纯度＝OD260/OD280 DNA的纯制品的OD260/OD280值为1.8，而RNA的纯制品的OD260/OD280值为2.0。若OD260/OD280值高于1.8，那么说样品中可能有RNA的污染；若样品中蛋白或酚的污染较严重则OD260/OD280值低于1.8。 (2)DNA浓度（ng/μL）＝OD260×50μg/mL×100倍（1 OD260=50ng/μl） (3)DNA产率（ng/g·FW）＝OD260×50μg/mL×100倍×50μL/0.5 g （体积/取材量） 2.
植物基因组DNA提取
实验目的： a) 了解真核生物基因组DNA提取的一般原理； b) 掌握植物基因组DNA提取的方法和步骤。
实验原理： c) 使用液氮对植物叶片进行研磨，在保证破碎细胞的同时，会大大降低酶 活，减少DNase对植物基因组DNA的降解作用。 d) 植物提取液中含有SDS可溶解蛋白，使之变性从而脱离基因组DNA。 e) 提取液中EDTA同样可通过螯合金属离子从而使DNase丧失活性，保护植 物基因组DNA不被降解。
实验材料： f) 液氮。 g) 细胞提取液：100mmol/L Tris-HCl pH8.0，5mmol/L EDTA，500mmol/L NaCl， 1.25% SDS，1%β-巯基乙醇。 h) 5mol/L KAC i) 饱和酚 j) 氯仿/异戊醇（24：1） k) 异丙醇 l) 70%乙醇 m) ddH2O
实验步骤：n) 取500μL细胞提取液于65℃水浴中加热。 o) 研钵用液氮预冷，新鲜植物叶片（自来水清洗，蒸馏水冲洗干净），去除 主体叶脉，剪成细条状，置于研钵中混合液氮进行研磨，将其研磨成粉末状。 注：保证在研磨过程中DNase不会对植物基因组DNA进行降解，同时由于液氮的存在，植物叶片变得松脆，极易研磨至粉末状。 p) 取0.1g粉末（约1药匙）转移至500μL预热的细胞提取液中，轻柔摇 匀，65℃水浴中保温20min，5min左右温和颠倒混匀一次。 注：自研磨结束起，植物基因组DNA变暴露在体系中，应动作尽量轻柔，防止机械剪切力对植物基因组DNA造成破坏，影响植物基因组DNA完整性。 q) 从水浴中取出Ep管，加入150μLKAC溶液，颠倒混匀，冰上放置20min 后离心(10000rpm×10min)。 注：KAC可使SDS变成水不溶性PDS，从而通过沉淀PDS进一步沉淀蛋白质。 r) 将上清液转移到另一干净Ep管中，加等体积酚（约250μL）、氯仿/异 戊醇（约250μL），温和颠倒混匀，离心12000rpm×5min，取上清液于另一干净Ep管中。 s) 加等体积氯仿/异戊醇（约470μL），温和颠倒混匀，12000r/min×5min， 取上清液到另一干净Ep管中。 t) 加入等体积的异丙醇（沉淀DNA），温和颠倒混匀，-20℃沉淀1h。 u) 离心12000rpm×3min后，去上清，获得沉淀，加入1000μL70%乙醇离 心12000r/min×2min。 v) 自然干燥至无乙醇气味后，加入20μLddH2O，溶解DNA。 w) 取5μL溶液，0.7%琼脂糖凝胶电泳检测DNA完整性。
实验结果与讨论
细菌的分光光度计的峰值及DNA含量的测量结果
最左边为15K的Marker的条带， B1和B2明显都有一个条带超过 了Marker的测量范围。
植物OD值及含量测定结果 植物的电泳结果，1为15k的Marker，2为5k的Marker 从分光光度计的结果来看大肠杆菌组实验中DNA提取是较为成功的，因为其A260/A280的数值是基本符合预期结果的，基本在1.8到2.0之间而且A260/A230的值也说明DNA提取中基本除掉了糖和盐的干扰。 从电泳结果上来看，大肠杆菌组实验可以观察非常明显的一个超出了marker范围的条带，而这个条带就是我们通常认为的组DNA。植物组实验虽然也可以看到一条较为明显的超过marker的条带，但是在电泳结果中出现大片模糊的情况，这就说明在提取植物DNA的过程中存在问题只是DNA的提取出现了污染。 感想与心得 本次试验中最大的感想来自于实验结果的记录。就此以上的结果记录来说，这些实验结果的图片均来自于本组的第二次试验，因为在第一次的结果出来自后没有负责照胶的同学没有记录第一次实验的实验结果所以在本次的实验报告中没有出现第一次的实验记录，而第二次结果中大肠杆菌组的实验结果虽然有所记录但仅仅使用手机拍摄的图片效果并是很好，相对而言，植物组实验的实验记录就显得完整了许多。 篇二：植物DNA的粗提取与鉴定报告 植物DNA的粗提取与鉴定 实验摘要：对香蕉的果肉组织进行DNA的粗提取，并用二苯胺﹝沸水浴﹞进行DNA鉴定。 实验原理：1.洗涤剂可溶解植物细胞膜 2.DNA在氯化钠溶液中的溶解度曲线呈U字形。 3.细胞中的某些蛋白质溶于酒精，而DNA不溶。 4. DNA分子在低温下更易凝结。 5.在沸水条件下，DNA遇二苯胺会被染成染色。 6.离心机可使悬浊液中的颗粒沉淀下来﹝详见附录﹞ 实验器材： 玻璃棒、烧杯、滤纸、试管、试管夹、电磁炉、离心机、NaCl、二苯胺试剂、洗涤剂、香蕉等 实验步骤： 1. 取50克左右的去皮香蕉，放入研磨钵中研磨，同时加入一定量的氯化 钠与洗涤剂，尽可能的充分研磨，使更多的DNA从植物细胞中释放出来，但动作要轻缓，否则会产生大量泡沫，不利于后续操作。 研磨好后，过滤并收集研磨液，在研磨液中加入氯化钠，使氯化钠溶液物质的量浓度为2mol/L,过滤除去不可溶杂质。再调节氯化钠溶液物质的量浓度为0.14mol/L，析出DNA，过滤除去溶液中的杂质，再用物质的量浓度为2mol/L的氯化钠溶液溶解DNA。 加入与DNA溶液体积相等的、冷却的酒精溶液﹝体积分数为百分之九十五﹞，静置2到3分钟，溶液会出现白色丝状物，这就是粗提取的DNA，用玻璃棒沿一个方向搅拌，卷起丝状物﹝玻璃棒带负电，易吸附DNA﹞，并用滤纸吸去上面水分，注意搅拌动作要轻缓，以免加剧DNA分子的断裂，导致DNA分子不能形成絮状沉淀。 取两支20ml试管，各加入物质量浓度为2mol/L的氯化钠溶液5ml，将丝状物放入其中一支试管，用玻璃棒搅拌，使丝状物溶解。然后，向两支试管各加入4ml的二苯胺试剂。混合均匀后，将两支试管放入沸水中加热5分钟，待两支试管冷却后，比较试管颜色的变化，看看溶有DNA的溶液是否变蓝。 2. 3. 4. 实验过程摘要： 1. 在研磨时发现，用研磨钵难以将香蕉研磨充分，估计是水分较多导致的。后用榨汁机进行该部分实验，效果好很多，没有较大的固体。并意外的发现剧烈的搅拌并没有产生大量泡沫。 2. 进行过滤时，所得到的研磨液非常少，担心DNA没有完全溶到研磨液中，所以往滤渣加一定量的2mol/L氯化钠溶液，用玻璃棒搅拌，再过滤一次。第二次过滤时，产生了大量的气泡。后来发现原来是第二次水分较多，使滤液直接通过滤纸底部尖端滴下，在经过漏斗下端细长部分时产生气泡。3. 4. 5. 6. 让滤液沿漏斗壁流下时则不再产生气泡。 在将滤液的氯化钠量浓度稀释到0.14mol/L的过程中，并未发现任何絮状物，整个溶液非常澄清。一度以为实验失败，难以进行。后询问老师，老师认为有可能是因为植物DNA的提取物片段较小，加之本身DNA含量不多，故看不见。可试下离心实验。 于是将滤液上层的泡沫去掉，取清液分别加入12支离心管中，放入离心机进行试验。经过一段时间后，取出观察，仍未发现絮状物。我们认为可能是离心时间过短，转速不够。便再次放入，第二次在老师的指点下，振荡离心管，终于发现小段白色絮状物，每支离心管都有。 我们用滤纸进行过滤，发现过滤速度非常慢，加之由于时间关系，便直接将一支白色絮状物含量较多的离心液倒入一支试管中，加入4ml的二苯胺试剂，取另一支加入同离心液等量的2mol/L的氯化钠溶液，同样加入4ml的二苯胺试剂作对照。再放入沸水中加热。 遗憾的是，当时已打上课铃，实验还未做完，刘越老师说加热部分可统一交给实验老师进行。当第三节下课后来到实验室，发现还未加热。第二天早上再去时发现试管已被倒掉。故实验结果不得而知。 实验结果： 成功提取了白色絮状物，但二苯胺鉴定结果未知。 实验： 1. 总的来说，实验还是比较有意义的，虽然未完成DNA鉴定实验，但已提取出白色絮状物，并尝试着使用离心机。整个实验过程有很多问题，我们学会了独立地解决一部分问题，当然有一些问题仍需请教老师。 2. 一些难以观察到，难以测量的量可通过一些易观测的现象表达。如；在确定氯化钠的量浓度已调节到0.14mol/L，是通过溶液无新的絮状物生成得出的。 3. 实验设计的一些步骤在未进行实施，不清楚效果，在效果不好时应及时改进。如在用研磨钵研磨时，效果很不好，当时以为是研磨的时间不够，到后面才改用榨汁机，而刚好此时别的组在用榨汁机，这样浪费了很多时间。 4. 做实验前，或者是说设计实验前应去查阅资料。仅以靠课本，且课本还未对此实验进行专门的介绍是远远不够的。如果现在再让我重新设计一次实验，我会改进许多步骤，如； 1. 选取材料时会用DNA含量更高的菜花进行实验。 2. 在实验前，可先将香蕉冷冻24小时。冷冻过后，在研磨时，植物细胞更易破裂，便提取DNA。 3. 植物DNA片段比动物的细碎的原因是植物细胞的细胞质含有DNA酶，这种酶可分解DNA。有以下几种方法可以抑制该酶的活性﹝1﹞可加入EDTA﹝乙二胺四乙酸二钠﹞
﹝2﹞可在低温下进行操作
﹝3﹞可调整pH，使其大小约为8.0，呈偏碱性。方法1可能不太能够实现，但方法2,3还是可行的。 这些措施都可以提高实验的成功率，与此同时查资料后，面对实验意外的 状况时，不会太茫然、不知所措。这样可以节省很多时间，实验后面部分就不会太紧张，导致一些步骤都直接省略了﹝如离心后，本可利用冷却的酒精溶液进行进一步提纯，这是提取的白色絮状物较少的很重要的一个原因﹞ 附； 离心机原理 当含有细小颗粒的悬浮液静置不动时，由于重力场的作用使得悬浮的颗粒逐 渐下沉。粒子越重，下沉越快，反之密度比液体小的粒子就会上浮。微粒在重力场下移动的速度与微粒的大小、形态和密度有关，并且又与重力场的强度及液体的粘度有关。象红血球大小的颗粒，直径为数微米，就可以在通常重力作用下观察到它们的沉降过程。 参考资料 视频资料文献资料篇三：浙大生化实验DNA的提取
课程名称： 生化实验甲
指导老师：成绩：__________________ 实验名称：植物基因组DNA的提取 实验类型： 生化定性实验
同组学生姓名：及纯度与含量的测定
一、实验目的和要求（必填） 二、实验内容和原理（必填） 三、实验材料与试剂（必填）
四、实验器材与仪器（必填） 五、操作方法和实验步骤（必填） 六、实验数据记录和处理七、实验结果与分析（必填）
八、讨论、 一、实验目的和要求 1、学习并掌握植物基因组DNA的提取原理和方法； 2、了解琼脂糖凝胶电泳检测核酸的原理和操作； 3、学习并掌握对电泳检测基因组DNA结果的初步分析； 4、学习紫外吸收法测定核酸基本原理和方法； 5、学习并掌握紫外吸收法测定基因组DNA纯度与含量的方法。 二、实验基本原理 植物基因组DNA的提取方法就其提取原理主要有二种：十六烷基三乙基溴化铵（CTAB)法、十二烷基硫酸钠 (SDS)法。十六烷基三甲基溴化铵和十二烷基硫酸钠等离子型表面活性剂，能溶解细胞膜和 核膜蛋白，使核蛋白解聚，从而使DNA得以游离出来。再加入苯酚和氯仿等有机溶剂，能使蛋白质变性，并使抽提液分相，因核酸(DNA、RNA)水溶性很强，经离心后即可从抽提液中除去细胞碎片和大部分蛋白质。上清液中加入无水乙醇使DNA沉淀，沉淀DNA溶于TE溶液中，即得植物基因组 DNA溶液。 由于植物中的次生代谢产物——多酚类化合物可介导DNA降解，而多糖的污染也是影响植物核酸纯度最常见的问题，这些多糖能抑制限制酶、连接酶及DNA聚合酶等分子生物学酶类的生物活性。传统的CTAB-DNA提取法步骤多，较烦琐，DNA产率低，而且由于酚很难完全去除，容易影响以后的酶切等工作的效率。SDS法操作简单，温和,也可提取到较高分子量DNA，但所得产物含糖类杂质较多,这将直接影响DNA的限制性核酸内切酶酶切效果。由于植物细胞匀浆含有多种酶类(尤其是氧化酶类)对DNA的抽提产生不利的影响，在抽提缓冲液中需加入抗氧化剂或强还原剂(如巯基乙醇)以降低这些酶类的活性。 本实验采用十二烷基硫酸钠 (SDS)法提取植物基因组DNA，基因组DNA提取后， ①通过琼脂糖凝胶电泳鉴定基因组DNA分子量大小、纯度；②用紫外吸收法测定基因组DNA纯度与含量。 DNA的琼脂糖凝胶电泳鉴定: DNA分子在琼脂糖凝胶中有电荷效应和分子筛效应。DNA分子在高于等电点的溶液中带负电荷，它在电场中向正极移动。在一定的电场强度下，DNA分子的迁移速度取决于分子筛效应，即具有不同的相对分子量的DNA片段泳动速度不同。DNA片断在凝胶中当用低浓度的荧光嵌入染料溴化乙锭（EB）染色后，在紫外光下可见橙红色带，并可确定DNA片断在凝胶中的位置。 紫外吸收法测定基因组DNA纯度与含量 核酸——DNA和RNA所含碱基的苯环结构（嘌呤环和嘧啶环）的共轭双键具有紫外吸收的性质，它们在260nm处有最大的吸收峰。因此，可以用260nm波长进行核酸含量的测定。 波长为260nm时，DNA或RNA的光密度的大小不仅与总含量有关，也与它们的不同构型而有差异。 对标准样品来说，浓度为1μg / ml时，DNA钠盐的OD260＝0.02。
当OD260＝1时，双链DNA含量约为50μg / ml 单链DNA含量约为37μg / ml RNA含量约为40μg / ml 寡核苷酸含量约为30μg / ml（由于底物不同有差异） 1、核酸样品DNA、RNA含量的测定： 如用1cm光径石英比色皿，用 H2O稀释DNA或RNA样品n倍并以H2O为空白对照，根据此时读出的OD260值即可计算出样品稀释前DNA的含量： DNA（μg/μl）=50×OD260读数× DNA样品稀释倍数/1000 RNA（μg/μl）=40×OD260读数× RNA样品稀释倍数/1000 若样品不纯，则比值发生变化，此时无法用分光光度法对核酸进行定量，可使用溴化乙锭法或其他方法进行估算。 当DNA样品中含有蛋白质、酚或其他小分子污染物时，会影响DNA吸光度的准确测定。由于 DNA在260nm处有最大的吸收峰，蛋白质在280nm处有最大的吸收峰，盐和小分子则集中在230nm处。所以，一般情况下同时检测同一样品的OD260、OD280和OD230，计算它们的比值来判断核酸样品的纯度。 2、核酸样品纯度判断的一般标准： ⑴ DNA纯度：OD260/OD280≈1.8，表示为纯的DNA； OD260/OD280 ＞1.9，表示有RNA污染； OD260/OD280 ＜1.6，表示有蛋白质、酚等污染。 ⑵ RNA纯度：1.7 ＜OD260/OD280＜2.0，表示为纯的RNA； OD260/OD280 ＜1.7时，表示有蛋白质或酚污染； OD260/OD280 ＞2.0时，表示可能有异硫氰酸残存。 ⑶ OD230/OD260的比值应在0.4-0.5之间，若比值较高说明有残余的盐和小分子如核苷酸、氨基酸、酚等的存在。 若样品不纯，则比值发生变化，此时无法用分光光度法对核酸进行定量；同时也会影响酶切和PCR的效果。 三、实验材料与试剂 1、实验材料：植物幼嫩叶子 2、实验试剂 （1）基因组DNA提取缓冲液 （2）氯仿:异戊醇:乙醇抽提液 （3）TE缓冲液 （4）平衡酚： （5）RNA酶A （6）酚/氯仿 （7）氯仿/异戊醇 （8）异丙醇、无水乙醇、70%乙醇。 （9） 3mol/L NaAc （10） 5×TBE缓冲液 （11） 6×电泳上样缓冲液 （12） 1.0%琼脂糖凝胶 （13） EB （14） DNA分子量Markers：125，564，，，bp. （15） ddH2O；四、实验器材与仪器 1、研体 2、离心机、离心管（7ml、5ml）及离心管架； 3、微量移液器10ul、200ul、1000ul及枪头； 4、恒温水浴箱65 ℃ 5、制冰机； 6、冰箱； 7、恒温水浴箱 37℃； 8、微波炉； 9、电泳仪及电泳槽； 10、紫外检测仪。 11、紫外分光光度计； 12、石英比色皿（0.5cm光径）或1cm光径的微量石英比色皿（50ul、100ul）。 （二）琼脂糖凝胶电泳检测基因组DNA 1、制胶（1％琼脂糖凝胶）（此步骤由实验室老师准备） 在胶模上架好梳子。称取01g琼脂糖，置于250ml锥形瓶中，加100ml 0.5×TBE电泳缓冲液，加热熔化至无颗粒状琼脂糖，待其冷却至50～60℃后，加入EB，使其终浓度为0.5mg/L，摇匀后立即倒入准备好的胶模中，待胶凝固后，放入电泳槽中，倒入适量0.5×TBE（刚好淹过胶面），拔去梳子备用。（注：EB为诱变剂、致癌物，接触凝胶必须戴手套操作） 2、加样 取5ul纯化的DNA原溶液样品，与1ul 6×电泳加样缓冲液混匀，用微量移液枪小心加入样品槽中（注：勿划破或戳穿加样孔，勿带入气泡）。若DNA含量偏低，则可依上述比例增加上样量，但总体积不可超过样品槽容量。每加完一个样品要换枪头以防互相污染。注意上样时要小心操作，避免损坏凝胶或将样品槽底部凝胶刺穿。 3、电泳 加完样后，盖上电泳槽盖，立即接通电源，使电压调到100V，恒压电泳。当溴酚蓝条带移动到距凝胶前缘约2cm时，停止电泳（约需30～60min）。 4、观察和拍照取出胶块置于紫外灯下观察，DNA存在处可显示出肉眼可辨的橘红色荧光带，再用成像仪进行拍照，以便于分析。（注：紫外光对眼睛有害，观察时戴上防护镜或眼镜，或隔着玻璃或有机玻璃观察）。 紫外吸收法测定基因组DNA纯度与含量 将提取的植物基因组DNA样品吸取20ul，加到新的5ml离心管中，再加一定量的ddH2O 或TE缓冲液（pH 8.0）稀释100倍，用0.5cm光径石英比色皿（约需1.6ml样品溶液）或微量石英比色皿在紫外分光光度计上测定230nm、260nm、280nm处的吸光度。计算植物基因组DNA样品溶液的DNA的含量以及DNA样品的纯度。 六、结果与分析 （一） 这是电泳后得到的照片，其中从右往左数第七条带为我所做样品的基因组。 （二）紫外吸收法测定基因组DNA纯度与含量1、植物基因组DNA样品溶液的DNA的含量： DNA（μg/μl ）=959.328ng/ul
2、植物基因组DNA样品溶液的DNA的纯度： OD260/OD280＝1.97 OD230/OD260＝2.07 3、样品纯度判断： ⑴
OD260/OD280 ≈1.8，表示为纯的DNA； ⑵
OD260/OD280 ＞1.9，表示有RNA污染； ⑶
OD260/OD280 ＜1.6，表示有蛋白质、酚等污染。 由OD260/OD280＝1.97可知，样品含有RNA杂质。 七、讨论、心得 注意事项：影响DNA泳动速率（迁移率）的因素有： ⑴ DNA分子质量的影响：双链DNA分子迁移的速率与DNA分子量对数成反比。分 子量越大，迁移率越小。 ⑵ DNA构型的影响：超螺旋DNA＞线状DNA＞开环DNA ⑶ 胶浓度的影响： 浓度越低，相同核酸分子迁移越快，一般常用的凝胶浓度为1％～2％； ⑷ 电场强度的影响：电场强度愈大，带点颗粒的泳动越快。但凝胶的有效分离范围随着电压增大而减小，所以电泳时一般采用低电压，（一般5V/cm）（电场强度） 。而对于大片段电泳，甚至用0.5～1.0V/cm电泳过夜。进行高压电泳时，只能使用聚丙烯酰胺凝胶。 ⑸ EB的影响：溴化乙锭（EB）插入双链DNA造成其负电荷减少、刚性和长度增加。 ⑹ 电泳缓冲液的影响:核酸电泳常采用TAE、TBE、TPE三种缓冲系统，但它们各有利弊。TAE价格低廉，但缓冲能力低，必须进行两极缓冲液的循环。TPE在进行DNA回收时，会使DNA污染磷酸盐，影响后续反应。所以多采用TBE缓冲液。在缓冲液中加入EDTA，可以鳌合二价离子，抑制DNase，保护DNA。缓冲液pH常偏碱性或中性，此时核酸分子带负电，向正极移动。 ⑺ 碱基组成与电泳温度的影响: 一般影响不大
在DNA提取过程中必须始终注意以下几个关键问题： （1）DNA的二级结构和双链易受多种因素（如强酸、强碱、加热、低盐浓度、有机溶剂、酰胺类、尿素等）的影响引起双链解开，即“变性”，因此抽提时避免使用变性的条件。 （2）抑制内外源DNase的活力。DNase就象一把刀，它能把大分子的DNA切成碎片，所以要加以杜绝，现可以通过多种途径来做到这一点：a、低温操作；b、调节pH，使偏碱（pH8.0）；c、抽提液中加表面活性剂；d、加螯合剂（EDTA）除去酶的铺助因子（Mg2+），使酶活性丧失。 （3）防止化学降解。如过酸或过碱以及其它化学因素，会使DNA降解，一般综合考虑，取pH8.0左右为宜。 （4）防止物理因素降解。如温度太高或机械张力剪切等，DNA分子特别大，极易被机械张力拉断，甚至在细管中稍急一些的流动也会使DNA断裂，所以在抽提过程中要特别注意这一点，操作过程要尽量简便、温和、减少搅拌次数，也不要剧烈摇动。 （5）植物的次生代谢物（主要是胞质内的多酚类或色素类化合物）对核酸提取有干扰作用。因此，一般尽可能选幼嫩的、代谢旺盛的新生组织作为提取DNA的材料，这是因幼嫩的新生组织次生代谢物较少，DNA含量高，且易于破碎，植物材料最好是新鲜的。
由结果可知，在加入RNA酶的时候可适当多加一点，以免造成得到的DNA样品含较多RNA杂质。篇四：植物DNA提取实验步骤 DNA提取实验步骤（修改1） 1. 取2-5g鲜嫩的叶片于研钵中，加适量液氮研磨。 2. 取500mg –1g粉末于1.5ml离心管（不超过1/3），加入700微升提取缓冲液，搅拌均匀 后，水浴（65?）保温10分钟。 3. 离心（12000 rpm,5min）, 取上清于另一离心管，加入等体积（约600微升）苯酚：氯 仿：异戊醇（25：24：1）溶液上下摇动均匀几次。 4. 离心（12000 rpm,5分钟），取上清于另一离心管，加入10微升5M醋酸钠和0.6倍体积 的异丙醇，摇匀，于-20 ?置10分钟。 5. 离心（12000rpm,5min）, 去上清，用75%酒精洗两次，在室温或真空干燥DNA 6. 加入TE，37 ?下保温1小时 7. 测浓度，将原液稀释成50微克/微升。
DNA buffer 100mM Tris-HCl,ph8.0 50mM Na2EDTA,ph8.0 500mM NaCl 10mM ?-巯基乙醇 3%SDS篇五：DNA提取实验报告 生物学大实验（二） 实验名称：质粒扩增、提取和鉴定实验实验目的 通过对智力扩增、提取和鉴定试验的实验原理介绍和实际操作，加深对分子生 物学基本技术的理解和掌握。实验仪器设备：电子天平、高压蒸汽灭菌锅、摇床、离心机、不同型号移液枪若干支、 磁力搅拌器、恒温水浴锅、电炉、制冰机、琼脂糖凝胶电泳仪、超净工作台等。 实验原理：质粒主要存在于细菌、放线菌和真菌细胞中，通过对细菌、放线菌和真菌的 培养来实现对质粒的扩增。经过处理的线状dna在外界环境恢复正常的时候不能够复性 而质 粒dna可以复性，从而可以实现质粒dna和染色体dna的分离。限制性内切酶能特意地结合 于一端被称为限制性酶识别系列的dna系列之内或其附近的特异位点上，并切割dna。当对 提取的质粒dna进行电泳时，同一质粒dna其超螺旋形式的泳动速度要比开环和线状分子的 泳动速度快。 实验步骤： 一 质粒扩增 （1）普通lb固体培养基制备：制备lb培养基，倒入灭菌瓶中高压灭菌，待完全冷却后，保存备用。 （2）将大肠杆菌接种于lb培养基中，37℃振荡培养过夜(200转/分) 二 质粒dna的提取(碱法)1将菌液倒入1.5ml的微量离心管中， 12000rpm离心一分30秒，弃去上清液，以得到 较多的细菌沉淀； 2、 将微量离心管开口倒置在卫生纸上，使离心管底部的液体流尽。 3、 加入100μl用冰预冷的溶液i，剧烈振荡，将沉淀彻底悬浮，然后室温放置5分钟。 4、 加入200μl现配的溶液ii，盖紧管口，轻轻快速颠倒离心管（不要振荡，以避免 dna断裂），使混合物混匀，冰浴5～10分钟。 5、 加入150μl预冷的溶液iii，盖紧管口，温和颠倒混匀，使粘稠地细菌裂解物均匀 地分布于溶液iii中，冰浴5分钟。 6、 取上部水相，移入新的离心管，加入2倍体积预冷的无水乙醇（也可同时加入1/10 倍体积的醋酸钠），震荡混匀，室温放置10分钟沉淀双链dna，然后4℃，12000rpm离心10min。 7、 弃去上清液，将离心管倒置于卫生纸上，使离心管底部的液体流尽后，加 入预冷的 1ml 70％乙醇。 8、弃去上清液，将离心管倒置于卫生纸上，使液体流尽，置dna干燥5～10分钟。 9、吸除上清液，将管口倒置于卫生纸上使液体流尽，真空干燥10分钟或室温干燥。
将沉淀溶于34υlte缓冲液或灭菌水（ph8.0）中，储于-20℃冰箱中三dna酶切反应 1、
将洁净干燥并经灭菌的eppendorf 管（最好0.5ml）编号，用微量移液枪分别加入 dna（υl）和相应的限制性内切酶反应10×缓冲液2υl，将管内溶液混匀后加入0.5υl酶 液，用手指轻弹管壁使溶液混匀，也可以用微量离心机甩一下，使溶液集中在管底。此步操 作是整个实验成败的关键，要防止错加，漏加。使用限制性内切酶时应尽量减少其离开冰箱 的时间，以免活性降低。 2、
混匀反应体系后，将eppendorf管置于适当的支持物上（如插在泡沫塑料板上）， 37℃水浴锅保温2-3小时，使酶切反应完全。 3、
每管加入2υl0.1mol/l edta（ph8.0），混匀，以停止反应，置于冰箱之保存备用。 四 dna的琼脂糖凝胶电泳 1、
取5×tbe缓冲液100ml加蒸馏水至1000ml，配成0.5×tbe稀释缓冲液，待用。2、
胶液的制备：称取3g琼脂糖置于1000ml锥形瓶中，加入300ml 0.5×tbe稀释缓 冲液，加入微波炉里加热至琼脂糖全部融化，取出摇匀，此为1%琼脂糖凝胶液。加热过程中 要不时摇动，使其附于瓶盖上的琼脂糖颗粒进入溶液。加热时应盖上封口膜，以减少水分蒸 发。 3、
胶版的制备：想冷却至50-60℃的琼脂糖胶液中加入溴化乙锭（eb）溶液使其终浓 度为0.5υlg/ml。倒胶时的温度不可太低，否则凝固不均匀，速度也不可太快，否则溶液出 现气泡，待胶完全凝固后，拔出梳子注意不要损伤梳底部的凝胶，然后向槽内加入0.5υ× tbe稀释缓冲液至页面恰好没过胶板上表面 4、
加样：取20υl的酶解液与2υl10×载样液混匀，用微量移液枪小心加入样品槽 中，每加完一个样品要更换tip头以防止互相污染，注意上样时要小心操做，避免损坏凝胶 或将样品槽底部的凝胶刺穿 5、
电泳：加完样后合上电泳槽盖，立即接通电源，控制电压保持在60-80v，电流在 40ma以上，当溴酚蓝条带移动到距凝胶前沿2cm时停止电泳 6、
观察和拍照 五 实验结果 六 实验结论 通过本次试验加深了对分子生物学以及基因工程的深入了解，右上第三第四根亮柱是我 的结果。结果显示，第三条中酶切效果良好，rna被降解的很完全，第四根没有被酶切，质 粒dna跟rna同时存在，出现了两条亮带，质粒dna跟rna分离效果较好。
本实验需要细致认真的完成，所以特别在凝胶电泳中要十分注意以下事项： （1） 取出梳子之前，一定要耐心等待琼脂糖凝胶的凝固，拔梳子是一定要手稳，而且 要 垂直拔出； （2） 点样要细心，枪头不要碰到凝胶，以免点样枪刺破凝胶； （3） 电泳时，电极一定要连接正确 （4） 染色剂溴化乙锭是强诱变剂，有致癌性和强毒性，使用时一定要带一次性手套， 使 用后废液不可不可随意丢弃。
生物科学 071班姓名：刘欢
学号：篇二：dna的提取和电泳实验报告基因组dna的提取和电泳（实验五）实验报告 一、实验目的 了解dna提取的方法，以及琼脂糖凝胶电泳分析dna技术。 二、器材和试剂 1. 器材 水平琼脂糖电泳仪，离心机，水浴锅，研钵，离心管、移液枪、水稻幼苗等 2. 试剂 1. 1mol/l
tris.cl(ph8.0) 的配制：称取12.11g 的tris，置于80 ml的ddh20,加入 浓盐酸 （约4.2 ml）,调节ph值至8.0，定容至100 ml。 2.
0.5 mol/l edta(ph8.0)的配制：18.61g na2edta·2h2o，加入80 ml的ddh2o,用 naoh颗粒调ph值至8.0（约需2 g），定容至100 ml。 3.
提取缓冲液的配制： 100 mmol/l tris.cl(ph8.0), 20 mmol/ledta, 500 mmol/l nacl, 1.5%sds4.
80/4/16氯仿：异戊醇：乙醇 5.
6?loading buffer：0.15％溴酚蓝，0.15％二甲苯青ff，5 mmol/l edta，50％甘 油 三、实验步骤 1. 在15ml的离心管中加入5ml的提取缓冲液，60℃水浴预热。 2. 植物叶1-2g，剪碎，在钵体中加入石英砂，加入预热的提取缓冲液，磨成粉末状， 60℃水浴保温20 min，其间不时缓慢摇动。 3. 5000 rpm离心5分钟，仔细吸取上清液至另一离心管中， 4. 加入5 ml 氯仿/戊醇/乙醇溶液，颠倒混匀（需带手套，防止皮肤损伤），室温下静 置 5-10分钟，使水相和有机相混匀。 5. 室温下离心5000 rpm离心5分钟。 6. 仔细吸取上清液至另一离心管中，加入一倍体积异丙醇，混匀，室温下放置片刻即出现絮状沉淀。 7. 离心5000 rpm，离心5 min，弃去异丙醇，室温晾干。 8. 视沉淀多少，加入1ml左右ddh2o溶解，可在60℃水浴中放置15分钟以上助溶。 9. 取dna样品5 μl，加入1 μl6?loading buffer，混匀，加入0.7%的琼脂糖凝胶加 样孔 中，电泳，检测dna的分子大小。 4、实验结果和讨论
实验分析：本次实验由于种种原因我是和植保102班的同学一起做的，我们组3人，实 验过程比较严谨，受到了老师的表扬，实验结果也很令人满意。下面是实验过程中的注意点：1、研磨不能太久太用力，会导致dna片段断掉。2、实验 室的某些试剂，如氯仿，有毒性，应带手套进行。电泳的时候不知是时间的原因还是都做得不错，结果相差不是很远（如上图），第五组和 第六组是我们的，第六组是我自己加的。实验过程中要耐心细心，这样才能得到满意的结果。园艺101 石颖篇三：浙大生化实验报告dna的提取实验报告 课程名称： 生化实验甲
指导老师：成绩：__________________ 实验名称：植物基因组dna的提取 实验类型： 生化定性实验
同组学生姓名：及纯 度与含量的测定
一、实验目的和要求（必填） 二、实验内容和原理（必填） 三、实验 材料与试剂（必填）
四、实验器材与仪器（必填） 五、操作方法和实验 步骤（必填） 六、实验数据记录和处理七、实验结果与分析（必填） 八、讨论、心得 一、实验目的和要求 1、学习并掌握植物基因组dna的提取原理和方法； 2、 了解琼脂糖凝胶电泳检测核酸的原理和操作； 3、学习并掌握对电泳检测基因组dna结果的 初步分析； 4、学习紫外吸收法测定核酸基本原理和方法； 5、学习并掌握紫外吸收法测定 基因组dna纯度与含量的方法。 二、实验基本原理 植物基因组dna的提取方法就其提取原 理主要有二种：十六烷基三乙基溴化铵（ctab)法、十二烷基硫酸钠 (sds)法。十六烷基三甲 基溴化铵和十二烷基硫酸钠等离子型表面活性剂，能溶解细胞膜和 核膜蛋白，使核蛋白解聚，从而使dna得以游离出来。再加入苯酚和氯仿等有机溶剂， 能使蛋白质变性，并使抽提液分相，因核酸(dna、rna)水溶性很强，经离心后即可从抽提液 中除去细胞碎片和大部分蛋白质。上清液中加入无水乙醇使dna沉淀，沉淀dna溶于te溶液中，即得植物基因组 dna溶液。由于植物中的次生代谢产物——多酚类化合物可介导dna降解，而多糖的污染也是影响 植物核酸纯度最常见的问题，这些多糖能抑制限制酶、连接酶及dna聚合酶等分子生物学酶 类的生物活性。传统的ctab-dna提取法步骤多，较烦琐，dna产率低，而且由于酚很难完全 去除，容易影响以后的酶切等工作的效率。sds法操作简单，温和,也可提取到较高分子量dna， 但所得产物含糖类杂质较多,这将直接影响dna的限制性核酸内切酶酶切效果。由于植物细胞 匀浆含有多种酶类(尤其是氧化酶类)对dna的抽提产生不利的影响，在抽提缓冲液中需加入 抗氧化剂或强还原剂(如巯基乙醇)以降低这些酶类的活性。 本实验采用十二烷基硫酸钠 (sds)法提取植物基因组dna，基因组dna提取后， ①通过 琼脂糖凝胶电泳鉴定基因组dna分子量大小、纯度；②用紫外吸收法测定基因组dna纯度与 含量。 dna的琼脂糖凝胶电泳鉴定:dna分子在琼脂糖凝胶中有电荷效应和分子筛效应。dna分子在高于等电点的溶液中带负 电荷，它在电场中向正极移动。在一定的电场强度下，dna分子的迁移速度取决于分子筛效 应，即具有不同的相对分子量的dna片段泳动速度不同。dna片断在凝胶中当用低浓度的荧 光嵌入染料溴化乙锭（eb）染色后，在紫外光下可见橙红色带，并可确定dna片断在凝胶中 的位置。 紫外吸收法测定基因组dna纯度与含量核酸——dna和rna所含碱基的苯环结构（嘌呤环和嘧啶环）的共轭双键具有紫外吸收 的性质，它们在260nm处有最大的吸收峰。因此，可以用260nm波长进行核酸含量的测定。波长为260nm时，dna或rna的光密度的大小不仅与总含量有关，也与它们的不同构型 而有差异。 对标准样品来说，浓度为1μg / ml时，dna钠盐的od260＝0.02。
当od260＝1时，双链dna含量约为50μg / ml
单链dna含量约为37μg / mlrna含量约为40μg / ml 寡核苷酸含量约为30μg / ml（由于底物不同有差异） 1、核酸样品dna、rna含量的测定：
如用1cm光径石英比色皿，用 h2o稀释dna或rna样品n倍并以h2o为空白对照，根据 此时读出的od260值即可计算出样品稀释前dna的含量：dna（μg/μl）=50×od260读数× dna样品稀释倍数/1000rna（μg/μl）=40×od260读数× rna样品稀释倍数/1000若样品不纯，则比值发生变化，此时无法用分光光度法对核酸进行定量，可使用溴化乙 锭法或其他方法进行估算。当dna样品中含有蛋白质、酚或其他小分子污染物时，会影响dna吸光度的准确测定。 由于 dna在260nm处有最大的吸收峰，蛋白质在280nm处有最大的吸收峰，盐和小分子则集 中在230nm处。所以，一般情况下同时检测同一样品的od260、od280和od230，计算它们的 比值来判断核酸样品的纯度。 2、核酸样品纯度判断的一般标准：⑴ dna纯度：od260/od280≈1.8，表示为纯的dna；od260/od280 ＞1.9，表示有rna污染；
od260/od280 ＜1.6，表示有蛋白质、酚等污染。⑵ rna纯度：1.7 ＜od260/od280＜2.0，表示为纯的rna；od260/od280 ＜1.7时，表示有蛋白质或酚污染；od260/od280 ＞2.0时，表示可能有异硫氰酸残存。 ⑶ od230/od260的比值应在0.4-0.5之间，若比值较高说明有残余的盐和小分子如核苷 酸、氨基酸、酚等的存在。若样品不纯，则比值发生变化，此时无法用分光光度法对核酸进行定量；同时也会影响 酶切和pcr的效果。 三、实验材料与试剂 1、实验材料：植物幼嫩叶子 2、实验试剂 （1）基因组dna提取缓冲液 （2）氯仿:异戊醇:乙醇抽提液 （3）te缓冲液 （4）平衡酚： （5）rna酶a （6）酚/氯仿 （7）氯仿/异戊醇 （8）异丙醇、无水乙醇、70%乙醇。 （9） 3mol/l naac （10） 5×tbe缓冲液 （11） 6×电泳上样缓冲液 （12） 1.0%琼脂糖凝胶 （13） eb （14） dna分子量markers：125，564，，，bp. （15） ddh2o； 四、实验器材与仪器 1、研体 2、离心机、离心管（7ml、5ml）及离心管架； 3、微量移液器10ul、200ul、1000ul及枪头； 4、恒温水浴箱65 ℃ 5、制冰机； 6、冰箱； 7、恒温水浴箱 37℃； 8、微波炉； 9、电泳仪及电泳槽； 10、紫外检测仪。 11、紫外分光光度计； 12、石英比色皿（0.5cm光径）或1cm光径的微量石英比色皿（50ul、100ul）。 （二）琼脂糖凝胶电泳检测基因组dna 1、制胶（1％琼脂糖凝胶）（此步骤由实验室老师准备）在胶模上架好梳子。称取01g琼脂糖，置于250ml锥形瓶中，加100ml 0.5×tbe电泳缓 冲液，加热熔化至无颗粒状琼脂糖，待其冷却至50～60℃后，加入eb，使其终浓度为0.5mg/l， 摇匀后立即倒入准备好的胶模中，待胶凝固后，放入电泳槽中，倒入适量0.5×tbe（刚好淹 过胶面），拔去梳子备用。（注：eb为诱变剂、致癌物，接触凝胶必须戴手套操作） 2、加样 取5ul纯化的dna原溶液样品，与1ul 6×电泳加样缓冲液混匀，用微量移液枪小心加篇六：DNA提取+PCR+电泳实验报告 题目：水稻DNA提取，扩增与电泳实验 组别：第三组 一、1掌握DNA的提取技术2掌握PCR的相关操作3掌握了解电泳操作方法和步骤 二、实验原理：1、提取DNA一般用水稻幼叶，先用机械方法液氮研磨植物组织使组织细胞破碎，然后加TPS抽提液水浴提取DNA，最后用无水乙醇沉淀DNA即可。（DNA提取原理） 2、DNA在高温时可以发生变性解链，当温度降低后又可以复性成为双链。（PCR原理）3、琼脂糖凝胶电泳：借助琼脂糖凝胶的分子筛作用，核酸片段因其分子量或分子形状不同，电泳移动速度有差异而分离。 三、实验仪器和药品 液氮、镊子、手套、移液枪、枪头2ML和1.5ML离心管、水稻幼叶、研磨棒、琼脂糖、天平、PCR仪、Loading Buffer染色剂、灭菌双蒸水、摇床、离心仪、Taq酶、Mg2+Buffer、dNTP溶液、引物、TPS抽提液、无水乙醇、电泳槽、GoldView、TBE溶液、微波炉、锥形瓶、量筒、PCR板、PCR盖、水浴箱、Marker 四、实验步骤 1、DNA提取 （1）取水稻叶子少量置于2ML离心管内，加入液氮研磨，带磨成粉状后，加1MLTPS抽提液，然后将离心管放入75℃恒温水浴箱中至少半小时。同时将无水乙醇放入-40℃下冷冻 （2）水域结束后，取出离心管放入离心仪中，13600r/min离心12min，然后小心的取出离心管，将上清液转移到1.5ml离心管中0.5ml，加入600ul冷冻的无水乙醇，放入-80℃下冻10min，拿出放入离心仪13600r/min离心5min （3）到处上清液，倒置，晾干约3h （4）加入双灭菌水60ml，放入摇床中振荡一夜。 2、PCR （1）按所需配料表，向PCR板中加入双蒸水,mix,前引物，后引物，然后加入提取的DNA，混匀 （2）将PCR板放入PCR仪中运行SSR程序 3、电泳 （1）称取0.3g琼脂糖和30mlTBE溶液。混匀倒入锥形瓶中，加热溶解混匀。待冷却至不烫手时加入GoldView，混匀，倒入已经插好梳子的配胶槽中，冷却30min至1h （2）将冷却好的凝胶拔掉梳子后放入电泳槽中（将有点样孔的一端靠近负极）然后按照顺序点样，每个样的用来那个为4ul，在中间的空上点Marker溶液3ul （3）打开电泳开关，电泳32min左右 （4）电泳结束后，将胶取出，放入透视镜下照射，拍照，读带 五注意事项 1、 提取dna的时候用乙醇是沉淀时，必须将乙醇冰冻 2、 在PCR之前加2ulDNA时要将枪头插入液面下篇七：植物DNA分子遗传学基础综合性实验报告 分子遗传学基础综合性实验报告 10农生一班第一组卢**
闫** 摘要 抽取水稻叶片总DNA，利用PCR仪扩增使其总量增加，在利用琼脂糖凝胶电泳分离DNA的原理和方法，检测DNA的纯度与分子量，同时通过对电泳带型分析判断水稻样品是属于粳稻或籼稻。 关键词
PCR琼脂糖凝胶电泳
引言 DNA 分子标记技术的研究始于1980 年, 本质上是指能反映生物个体或种群间基因组中某种差异的特异性DNA 片段, DNA 分子标记大多以电泳谱带的形式表现生物个体之间DNA 差异, 通常也称为DNA 的指纹图谱。DNA 分子标记具有的优越性有: 大多数分子标记为共显性, 对隐性的农艺性状的选择十分便利; 基因组变异极其丰富, 分子标记的数量几乎是无限的; 在生物发育的不同阶段, 不同组织的DNA 都可用于标记分析; 分子标记揭示来自DNA 的变异; 表现为中性, 不影响目标性状的表达, 与不良性状无连锁; 检测手段简单、迅速。DNA 分子标记以其显著的优点广泛应用于动植物遗传育种、基因组作图、基因定位、物种亲缘关系鉴别、基因库构建、基因克隆等诸多方面。 DNA微量抽取：先用机械的方法使组织和细胞破碎，然后加入十二烷基磺酸钠（SDS）等离子型表面活性剂，溶解细胞膜和核膜蛋白，使细胞膜和核膜破裂。再加入酚和氯仿等表面活性剂，使蛋白变性。最后加入无水乙醇沉淀DNA；沉淀的DNA，即为植物总DNA，溶于TE溶液中保存备用。 多聚酶链式反应：多聚酶链式反应是在模板DNA、引物和4种脱氧核苷酸存在的条件下依赖于DNA聚合酶的体外酶促合成反应。由高温变性，低温退火和适温延伸三步反应组成一个循环，通过多次循环反应，使目的DNA得以迅速扩增。 1． 变性：加热使模板DNA在高温下（94-95℃）变性，双链间的氢键断裂而形成两条单链，即变性阶段。 2． 退火：在体系温度降至37-65℃，模板DNA与引物按碱基配对原则互补结合，使引物与模板链3’端结合，形成部分双链DNA，即退火阶段。 3． 延伸：体系反应温度升至中温72℃，耐热DNA聚合酶以单链DNA为模板，在引物的引导下，利用反应混合物中的4种脱氧核苷三磷酸（dNTP），按5’到3’方向复制出互补DNA，即引物的延伸阶段。 琼脂糖凝胶电泳：琼脂糖是一种天然聚合长链状分子，沸水中溶解，45℃开始形成多孔性刚性滤孔，凝胶孔径的大小决定于琼脂糖的浓度。DNA分子在碱性条件下带负电荷，在外加电场作用下向正极泳动。DNA分子在琼脂糖凝胶中泳动时，有电荷效应与分子筛效应。不同的DNA，其分子量大小及构型不同，电泳时的泳动率就不同，从而分出不同的区带。 1
材料及方法 1.1实验材料、器具及试剂 水稻幼叶【21号、22号、27号、28号、223号、224号、249号、台中65号、IR64、9311（籼稻）、日本晴（粳稻）】 高速台式离心机，振荡器，水浴箱，1.5ml离心管架，玻璃滴管，移液器，研钵，1.5ml离心管，2ml离心管，枪头，烧杯，量筒等。无水乙醇，氯仿，异戊醇，TE缓冲液（pH8.0）,抽提液（200mM Tris-HCl, PH7.5; 250mM NaCl; 25mM EDTA; 0.5%SDS） PCR仪，2ml离心管架，移液枪，1. 5ml离心管，0.2ml离心管， dNTP，Taq酶，引物一对（RM1 F，RM1 R），10×PCR反应缓冲液，灭菌双蒸水。 电泳仪，电泳槽，电子天平，移液器，枪头，点样板，微波炉。 琼脂糖，TBE电泳缓冲液，GoldenView，载样缓冲液
1.2实验步骤 DNA提取： ① 取幼叶0.1g左右放于研钵中,加入液氮，将叶片磨成粉状，倒入1.5ml离心管中。 ②约用400μl抽提液洗涤研钵，也倒入离心管，混匀。
置于65℃水浴中30分钟。
③ 加入800ul氯仿，振荡，充分混匀。 ④12000rpm离心15分钟。取上清液于1.5ml离心管。 ⑤加入等体积预冷的无水乙醇，轻轻混匀，静置直到DNA析出。 ⑥12000rpm离心5分钟，去上清液。加入70%乙醇漂洗。适当风干，溶于100-200μl TE溶液中待用。 PCR扩增DNA： ①PCR反应混合液的制备（n为样品数） n× 0.4μl dNTP n×2.0μl
10× PCR buffer（含15mM MgCl2） n×0.2μl 引物F n×0.2μl 引物R n×0.2μl Taq酶 n×16μl ddH2O混匀 ②吸取19ul混合液与PCR管中，加入1ulDNA样品，盖好盖子，混匀，立即置于PCR仪上进行扩增。 ③结束反应，PCR产物放置于4℃冰箱中待电泳。 琼脂糖凝胶电泳： ①称取0.8g琼脂糖加入盛有100ml 1×TBE电泳缓冲液的500 ml三角瓶中，摇匀。在微波炉上加热至琼脂糖完全溶解，冷却到60℃，加入10μl的GoldenView，并摇匀。 ②用胶带将制胶板两端封好，插入适当梳子，将溶解的琼脂糖（约50℃）倒入，室温冷却凝固。 ③充分凝固后撕掉两端的胶布，将凝胶置入电泳槽中，加1×TBE电泳缓冲液至液面覆盖凝胶1-2mm，小心垂直向上拔出梳子，以保证点样孔完好。 ④用移液器吸取上次实验抽提的水稻总DNA 4μl样品于点样板小孔中，再加入5μl 1×TBE电泳缓冲液及1μl 的载样缓冲液，混匀后，小心加入点样孔，蓝色样品混合物将沉入点样孔下部。同时点10μl λDNA(HindIII酶切，30ng/ul)作为分子量标准。 ⑤打开电源开关，调节电压至3-5V/cm，可见到溴酚蓝条带由负极向正极移动，约20分钟后即可观察。 ⑥将凝胶置于紫外透射检测仪上，戴上防护观察罩，打开紫外灯，可见到白色条带。根据条带粗细和荧光强度，可粗略估计该样品DNA的浓度。同时根据已知分子量的标准DNA，通过线性DNA条带的相对位置初步估计样品的分子量，并确定是粳稻或籼稻。
实验结果与分析 2.1.水稻总DNA带型： 分析： 从水稻总DNA的带中看出，有部分DNA已经降解，因为当时提取DNA时没有及时进行处理，而是在冰箱中保存，一周后才进行电泳。DNA在溶液中，尤其是水的稀溶液中，会发生自然的降解作用。降解作用速率和温度关系不大，但是反复的冻融会加速DNA的断裂和降解。还有是可能因为在提取DNA是污染了DNA样品，导致DNA加速降解。 还有将样品DNA与Marker DNA作比较，可以发现样品DNA分子量较小
2.2.水稻各个样品的带型：分析： 从上图可以看出有不同带型，其中的序号对应的水稻样品如下：已知9311为籼稻品种，日本晴为粳稻品种，则可以粗略判断21号、223号、224号为籼稻品种；28号、27号、249号、22号、台中65为粳稻品种；而IR64的带型介于9311与日本晴之间，无法判定。
讨论 通过对水稻的总DNA进行琼脂糖凝胶电泳可知，DNA容易降解，不宜久放，即使是在冰箱里面，故DNA适于当天提取当天进行PCR扩增。在对PCR 的产物进行琼脂糖凝胶电泳时，对得到的带进行分析，可以得到如下结果：21号、223号、224号为籼稻品种；28号、27号、249号、22号、台中65为粳稻品种；而IR64的带型介于9311与日本晴之间，无法判定。
参考文献 【1】 普通遗传学综合性实验 /刘向东,李亚娟主编.中国农业出版社，2011.7，第四章 【2】
遗传学综合实验/主编李雅轩, 赵昕，北京:科学出版社,2006本&&篇:《》来源于:
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