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请教：关于动物实验的样本量
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这个帖子发布于14年零91天前，其中的信息可能已发生改变或有所发展。
假如以鼠为观察对象，分为模型组，治疗组进行实验，每组至少应该多少只？如何确定？
不知道邀请谁？试试他们
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我还是具体问题具体分析，本来想讲一下原理，但是写了一半，不小心按了个TAB键，竟然都没了！:!(:!(:!(可能是新家正在调试的原因，等完成后我再发个新帖子吧。
1.您是在两组（治疗组和安慰剂组）中比较某个计量指标的差异；
2.从您提供的信息来看，不能确定治疗组该指标的值一定比对照组高或低，应当是一个双侧检验；
3.两个重要的估计样本大小的参数分别是第一类错误α和第二类错误β，以α=0.05，β=0.10比较常用，对应的u值（就是标准正态分布的 u值）分别为1.96和1.282；
4.对于您的实验来说，最重要的问题是估计两种不同处理间的差异（用X表示），就是治疗组和安慰剂组该指标的差异，怎么能知道呢？一种方法是参考前人或文献中的记载；另一种方法是靠您预实验的结果，比方说，您在4小时分别测定了两组动物的指标大小，用两组均值的差来估计。
5.还有一个参数是标准差（用S表示）的估计，您也可以用预实验的结果估计之。比方说，预实验两组的标准差S1和S2，合并标准差为：SQRT[（S1
（我用SQRT代表开平方）
计算公式（看清楚了！）：
N=2*[(1.96+1.282)×S/X]2
举例：某降压药的临床实验，实验组和对照组血压的标准差分别为12和10.3（mmHg)，预实验估计两组血压差为20mmHg，α=0.05，β=0.10，估计样本大小。
计算合并标准差为11.18，
样本量N=2*[(1.96+1.282)×11.18/20]2=65.7，需66例。
这是不是有点复杂？如果有疑问，请AN69兄跟帖讨论。若有其他高手对上述步骤提出批评意见，不胜感激。
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fengyouxin edited on
再补充一些：
1.上述公式求得的样本量只是1组的，如例题所示，共需病例66*2=132；还有每组的样本量都要一致，这样可以提高统计检验的效率（很多人都是这样做的，但并未从统计检验的角度去考虑）；此外还需强调，公式法和查表法都可以用来求样本量，一般应当以后者为准，目前的样本大小估计用表多数来自WHO在1990年发布的用表，公式法和查表法的原理略有不同，一般是利用前者求得的样本大小要比后者少1~2例，有的作者认为应当在公式法的基础上，再加1-2例，但也可以不加。
2.对于AN69兄提出的估计方法，和实验动物的大小有关，如猪，狗等，可6-8只每组；中等大小如兔等，可10只每组，小动物如鼠30只每组，我想这主要是从成本的角度考虑，或者是用于定性资料等，也许不适合您的实验设计。
3.至于Fang CY老兄提出的养10只就活1只的情况在动物实验中确实存在，我有个师兄用同一株肿瘤细胞接种的裸鼠中，有的成瘤，有的没有；成瘤的有的大，有的小，而象您这种动物疾病模型肯定也会出现各种各样的问题，比如说不同的动物的疾病严重程度不同等等，这些都构成变异的来源。这些问题要靠您所在单位的动物实验水平和积累的经验，如果您不幸成为第一个吃螃蟹的人，那么您的预实验是必不可少的，摸清楚实验条件，积累足够的经验，才能顺利的进行下去。
4.在实验之前估计样本量是没有错，但是公式也好，查表也好，专用软件也好，都是在估计了各种参数条件下，要达到一定显著性和把握度的重复数，稍有出入是完全允许的，因为最终结果如何，还是得取决于实验本身进行的顺利与否，动物实验还算好的，临床实验难度就更大了，非技术因素的干扰简直是太大了，特别在国内目前的环境下，我现在很难相信一个临床实验的准确性和客观性。
5.还要提醒您，关于样本的大小问题在事先估计的基础上，还要对其有一个正确的认识，要充分考虑到您的条件、经验、优势及其能力。一个比较小的样本，比如说您在文献中所见，一组6只，共36只（3个时点），若是由细心的、操作熟练的研究者检查和操作，记录的可靠性远远要超过由无经验者检查的上百个样本。假设，您来个1组20、30个，您能来得及做吗？当然有几个技术员帮忙可以解决，但其中的误差肯定来的比小样本大。所以还是要提到预实验十分重要。我倒是觉得象您这种实验，操作的可靠性和经验，要比样本量的估计更加重要，当然我不是否定后者。
6.至于统计方法，我对您的实验不够了解，但还是有一点不成熟的建议：虽说图文处理系统定量分析，免疫组化所得的指标最好还是用非参数检验比较恰当。当然这得您自己根据文献和您的经验来决定。
昨天发帖时思路被打断，今天补充一点，希望对您有所帮助，欢迎AN69兄和其他战友对我的意见提出批评和建议，如果有不同观点，请一定要说明理由（越详细越好）。
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AN69兄太过谦虚，小弟也只是粗通一点统计，但对于实验方面也不是太在行的，平时也有点眼高手低的。下面是我的一点建议：
1.无论查表法还是公式法，都需要预实验来求得两组观测指标的均数以计算X及S，这是没错的。查表法的样本估计用表可以在一些大部头的统计参考书的附录中查到。
2. 公式中求得的值为其中一组的样本数，但应用到我的实验中，是模型组或者治疗组的样本数呢，还是其中一个时间点的样本数？
这要看您的要求。比如说您准备在每个时间点都进行比较的话，那么理论上要每个时间点都做一下，不妨每个时间点、每组各做3只（重复数不能低于3）；如果您不太注意时间点的变化，或是根据文献中各时间点的变化不大，又或条件或经费不够，也可以合起来一起做，实验组和对照组各取3只即可；还有，如果文献中报道是8小时变化最大，也可以只做8小时的。总之，要根据您的实验要求来做。
3.图文分析系统对数据定量的准确性的确存在疑问，假如先对数据的分布进行检验，如符和正态分布时仍用秩和检验？不过不少文献对该结果还是简单 的t检验或方差分析，似乎不严谨
要是老外的文献中也用了参数检验的方法，那您用也不妨，但我个人认为免疫组化得出的都应该是半定量数据，用非参数检验比较稳妥。这个问题等您结果出来后，我们再讨论也不迟，说不定那时侯丁香园已经有统计讨论版了。但有一点，不能说数据的分布检验后，符合正态分布者就一定要用参数检验，因为正态性检验对小样本不甚敏感，没什么用，倒是方差齐性检验要做一个。实际上不能低估非参数检验的效能，实际上后者也是效率不错的一种方法，我个人还是蛮喜欢的。
您对我的回答认可吗？请跟个帖子。还有，我说的第2点，就是预实验的设计问题，我自己也不甚有把握，请到论文辅导与科研指导版块或者药学版块再问一下人家的意见，或许能得到有价值的回答。
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实验动物的样本量的确定是一个比较复杂的问题，事先估计样本量的大小是没错，可以增进实验的正确性。但象您这样三言两语，提供的信息太少，而需要说明的问题有很多，很难有针对性，不如您把您的实验设计讲的详细一些，至少也得说明是定性还是定量资料吧？此外最好再说明您自己的想法。这样我们的回复对您才最有帮助。您同意吗？请跟帖。
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你是要开发新药么？那可是说到很多的。
请去国家药品监督局网站！！
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具体的数量可以请教一下统计学的战友。但有一点切记：假如专家说10只，那么你千万不可就养10只！至少要翻一倍！原因？给你讲一个故事：有个同学做实验养老鼠，等按照程序处理完后，还只剩下一只老鼠活着！
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现举例如下：
欲用免疫组化法动态观察某药物对糖尿病大鼠模型肾脏某个指标的影响，该指标用图文处理系统定量分析
造模成功后，分为治疗组和安慰剂组，分别在治疗后4周，8周，12周处死大鼠取肾组织切片
文献常报告每组每次处死6只，即治疗组和安慰剂组样本分别为6×观察时间点数。
我不知道这样的依据是什么。
查阅过一些相关书籍，样本量估算有公式可依，但比较复杂，公式参数涉及样本指标的标准差一类的东西，较复杂，我不知道该如何估计出这些参数，希望前辈们换个说法指出。
另外一种一般的估计方法，和实验动物的大小有关，如猪，狗等，可6-8只每组；中等大小如兔等，可10只每组，小动物如鼠30只每组。但其中小动物的样本数显然和我已经阅读的国内外实验不符，请各位指出我理解的片面。
再次感谢！！
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3.两个重要的估计样本大小的参数分别是第一类错误α和第二类错误β，以α=0.05，β=0.10比较常用，对应的u值（就是标准正态分布的 u值）分别为1.96和1.282；
4.对于您的实验来说，最重要的问题是估计两种不同处理间的差异（用X表示），就是治疗组和安慰剂组该指标的差异，怎么能知道呢？一种方法是参考前人或文献中的记载；另一种方法是靠您预实验的结果，比方说，您在4小时分别测定了两组动物的指标大小，用两组均值的差来估计。
5.还有一个参数是标准差（用S表示）的估计，您也可以用预实验的结果估计之。比方说，预实验两组的标准差S1和S2，合并标准差为：SQRT[（S1
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计算公式（看清楚了！）：
N=2*[(1.96+1.282)×S/X]2
举例：某降压药的临床实验，实验组和对照组血压的标准差分别为12和10.3（mmHg)，预实验估计两组血压差为20mmHg，α=0.05，β=0.10，估计样本大小。
计算合并标准差为11.18，
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2.对于AN69兄提出的估计方法，和实验动物的大小有关，如猪，狗等，可6-8只每组；中等大小如兔等，可10只每组，小动物如鼠30只每组，我想这主要是从成本的角度考虑，或者是用于定性资料等，也许不适合您的实验设计。
3.至于Fang CY老兄提出的养10只就活1只的情况在动物实验中确实存在，我有个师兄用同一株肿瘤细胞接种的裸鼠中，有的成瘤，有的没有；成瘤的有的大，有的小，而象您这种动物疾病模型肯定也会出现各种各样的问题，比如说不同的动物的疾病严重程度不同等等，这些都构成变异的来源。这些问题要靠您所在单位的动物实验水平和积累的经验，如果您不幸成为第一个吃螃蟹的人，那么您的预实验是必不可少的，摸清楚实验条件，积累足够的经验，才能顺利的进行下去。
4.在实验之前估计样本量是没有错，但是公式也好，查表也好，专用软件也好，都是在估计了各种参数条件下，要达到一定显著性和把握度的重复数，稍有出入是完全允许的，因为最终结果如何，还是得取决于实验本身进行的顺利与否，动物实验还算好的，临床实验难度就更大了，非技术因素的干扰简直是太大了，特别在国内目前的环境下，我现在很难相信一个临床实验的准确性和客观性。
5.还要提醒您，关于样本的大小问题在事先估计的基础上，还要对其有一个正确的认识，要充分考虑到您的条件、经验、优势及其能力。一个比较小的样本，比如说您在文献中所见，一组6只，共36只（3个时点），若是由细心的、操作熟练的研究者检查和操作，记录的可靠性远远要超过由无经验者检查的上百个样本。假设，您来个1组20、30个，您能来得及做吗？当然有几个技术员帮忙可以解决，但其中的误差肯定来的比小样本大。所以还是要提到预实验十分重要。我倒是觉得象您这种实验，操作的可靠性和经验，要比样本量的估计更加重要，当然我不是否定后者。
6.至于统计方法，我对您的实验不够了解，但还是有一点不成熟的建议：虽说图文处理系统定量分析，免疫组化所得的指标最好还是用非参数检验比较恰当。当然这得您自己根据文献和您的经验来决定。
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非常感谢耐心解答，也让我羞愧难挡，科学的原理不懂，倒也做起科研来了。
假如欲用公式法得出我实验中的有效样本数，那么预实验中先行解决的问题有：
两组观测指标的均数以计算X及S
公式中求得的值为其中一组的样本数，但应用到我的实验中，是模型组或者治疗组的样本数呢，还是其中一个时间点的样本数？
查表法求样本数是否也需先行预实验？哪里能找到该表？
图文分析系统对数据定量的准确性的确性存在疑问，假如先对数据的分布进行检验，如符和正态分布时仍用秩和检验？不过不少文献对该结果还是简单 的t检验或方差分析，似乎不严谨
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2. 公式中求得的值为其中一组的样本数，但应用到我的实验中，是模型组或者治疗组的样本数呢，还是其中一个时间点的样本数？
这要看您的要求。比如说您准备在每个时间点都进行比较的话，那么理论上要每个时间点都做一下，不妨每个时间点、每组各做3只（重复数不能低于3）；如果您不太注意时间点的变化，或是根据文献中各时间点的变化不大，又或条件或经费不够，也可以合起来一起做，实验组和对照组各取3只即可；还有，如果文献中报道是8小时变化最大，也可以只做8小时的。总之，要根据您的实验要求来做。
3.图文分析系统对数据定量的准确性的确存在疑问，假如先对数据的分布进行检验，如符和正态分布时仍用秩和检验？不过不少文献对该结果还是简单 的t检验或方差分析，似乎不严谨
要是老外的文献中也用了参数检验的方法，那您用也不妨，但我个人认为免疫组化得出的都应该是半定量数据，用非参数检验比较稳妥。这个问题等您结果出来后，我们再讨论也不迟，说不定那时侯丁香园已经有统计讨论版了。但有一点，不能说数据的分布检验后，符合正态分布者就一定要用参数检验，因为正态性检验对小样本不甚敏感，没什么用，倒是方差齐性检验要做一个。实际上不能低估非参数检验的效能，实际上后者也是效率不错的一种方法，我个人还是蛮喜欢的。
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我看的发晕，高人能否看看我的。
我做AD病疫苗治疗，分对照及实验两组，治疗组ELISA测血清抗体滴度，及病灶面积的变化，用模型小鼠，想各用8个，够吗？怎么估出这种实验的样本量？
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非常感谢您的指教，非常感谢！！
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做AD病疫苗治疗，分对照及实验两组，治疗组ELISA测血清抗体滴度，及病灶面积的变化，用模型小鼠，想各用8个，够吗？怎么估出这种实验的样本量？
vector兄，我有些意见供您参考：
您的实验和AN69兄有所差异，您是做阿尔茨海默病的疫苗研究是不？疫苗研究我不懂，但是我想您这个题目比较新，而且要做一个疫苗估计成本也很高，好象要合成肽，还得筛选什么的。我认为您所要做的动物实验本身就是一个初步研究，不严格地说，也算是一个预实验，因而我认为按您这样1组8个也行，因为您这是一个探索性的研究，算是为后来人铺路了，您的师弟以后再做时，倒是可以根据您实验的结果进行样本量的估算，按您的设计，应该也是用我前面介绍的方法。的确比较繁琐晦涩，现在我的实验进行的不甚顺利，等空下来，我也许会就样本量估算方面写一个小的专题。但正如在前面的帖子中所说，我个人认为就您这个实验而言，实验的设计以及操作比样本量的估算更为重要，包括AN69兄也是这样，他的研究实际上应该也是探索性的。
此外提醒您一下，抗体滴度的比较时要注意变量置换，其集中趋势指标要用几何均数来衡量，当然我想您应该也考虑到这一点了。
您对我的回复有何意见，请跟帖。
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多谢fengyouxin，非常感谢您的指教，我要看看统计书，好好消化一下你写的内容，如果还有问题再请老兄多指导。
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样本数量确定是科研中最基本的问题，很好的讨论和优秀的回复。很想看到这个帖子能够继续讨论下去，这对于从事科研工作的新手和老手都有帮助。本人从事生理毒理学研究，在每次实验前都要确定实验动物的样本数，如何按照科学的方法确定样本数确实很重要，我去年遇到了一次让我难忘的实验失败：由于多方面的原因，毒性损伤组大鼠在实验还没完成前就死光了，这是我以往实验中没有遇到的，因此，现在一般都是在人力、时间和财力许可的情况下，略为增加一些样本数，这是基于两方面的考虑：其一是能保证实验完成；其二是多收集一些重复样品，可以在需要时再作些相关的其它指标的研究（这在原实验结果在量和质上出现不足是自己留了一手，免得再重新做实验^_^）。
再次谢谢诸位朋友精彩的讨论！
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我打算建立小鼠的感染模型，对于样本的数量和给药的剂量我是这样理解的，希望师兄，师姐帮我把把关，这样设计实验是否合理，或者推荐我更好的实验方法。
最开始，我查阅了国外资料，找到染毒的剂量范围。采取的方法是要确定大致的100%致死剂量，在LD100基础上，减半感染剂量，根据实验需求的小鼠存活时间来最终决定剂量，例如，15天的存活或30、60天存活时间。LD100的测定每组用10只。
在观察存活率和死亡率时，每组用纯系小鼠6只。
设立另一独立实验，做病理切片和计算脏器寄生的细菌数量，每组4只，统计学分析采用非参数方法，并非T检验。
以上实验没涉及到复杂的统计学计算。这样可以么？
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yangq279兄：我有一些意见，仅供参考。
1.样本量的估算是一个重要的问题，观察数量太小，有可能以偏概全，有时候发生意外，可能象前面的帖子中所示，动物可能都sacrifice了；但是观察数量太多，造成不必要的人力、物力、财力的浪费，增加严格控制实验条件的困难，而效率没有任何提高。估计样本量大小是需要一点统计知识，但是象我在前面所说的，探索性的实验或研究，动物实验也好，临床试验也好，样本量的大小往往居次要位置，这种情况下，精选的小样本要优于庞杂的大样本。您的实验也是如此。
2.查阅了国外资料，找到染毒的剂量范围。采取的方法是要确定大致的100%致死剂量，在LD100基础上，减半感染剂量，根据实验需求的小鼠存活时间来最终决定剂量，例如，15天的存活或30、60天存活时间。LD100的测定每组用10只。
关于您的给药剂量的确定我心存疑问。当然由于专业知识所限，和对您实验的不够了解，很可能是我理解有误，我有下面的意见：
您是在做细菌对动物感染方面的观察，需要摸索一个合适的实验剂量，但有一事令人不解，您为什么不用半数效量（median effective dose)呢？在您的实验中就是半数致死量（median lethal dose，LD50)。您为什么要用LD100在减半？还要继续摸索一个差不多的浓度，以满足您达到足够观察时间的需要？
我认为您这样求出的剂量将会比较主观，而且不令人信服。
动物实验中，即便您用的是同一种系的动物，多少也还是有个体差异，不能排除有些动物耐受性比较强或弱的现象，按不同剂量分组，可以观察到动物死亡率随剂量增加而上升，最后到达平台期；若是将剂量取对数，剂量-效应曲线就成为了S型对称的曲线。您可以自己查一下一些专业书籍，S型曲线很常见（只是拿来看看，作个例子），从曲线中看出，太高或太低的浓度，浓度改变对死亡率的影响甚微；而在曲线中段，浓度稍一变化，死亡率变化也比较大，所以认为LD50较为灵敏和精确，并将其作为衡量效应的指标。从LD100开始去寻求反应剂量，似乎从未听说过，但也有可能是我孤陋寡闻。至于要达到一定的观察时间，我想您可以试着寻求1/100、1/10或10*、100*IC50比较好，LD100减半有时候也可能落在S型曲线的中间部分，即便是如此，也显得证据不足，何况还有相当多的情况不在其间（找个S型曲线一琢磨便知）。LD50的求法有很多，但我想还是以寇氏法比较实用，也比较适合您的实验。
3.设立另一独立实验，做病理切片和计算脏器寄生的细菌数量，每组4只，统计学分析采用非参数方法，并非T检验。
这个问题我也有一点看法，细菌在组织中的分布总能让我想到Poisson（国内常翻译为泊松、普哇松）分布的问题，就是单位面积内某罕见事件的发生率，当然非参数检验也并非完全不行，但若真符合Poisson分布，那么非参数检验的灵敏度可能要大打折扣（我可不是说非参数检验效能差）。
上面是我的一点拙见，关于药物剂量的选择，您也可以请教一下药学讨论组的战友们，看看他们有什么意见好吗？当然这样的回复对您的实验设计还很不够，您要是有兴趣就继续跟帖讨论好了。
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谢谢您，我已经拷贝下来，仔细考虑，好在我的实验没开始，谢谢，
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我正在设计我的动物模型实验,我已经看了统计书,谢谢提醒,计划用LD50量感染小鼠,然后给予疫苗性质的试剂治疗,观察15天的存活率和死亡率(另一试验先用疫苗试剂免疫,加强免疫后几天,对小鼠进行半致死剂量的感染)也观察15天的存活率.免疫剂量为能产生高滴度抗体的最小剂量,仅设一个剂量.请问我的设计从统计学角度看可以吗?
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讨论越来越有意思了，前面讲的都是分组试验进行差异比较，这些其实都应视试验要求而定，样本量太在一个经费吃不消，第二试验周期也会拉的很长。我记得统计学课本上都有给出相应的最小样本量，具体我记不清了。公式也可以参照，我觉得最简单还是去查一下相似的试验，国外文献中别人用了多少样本。别人能出文章，那你也能出。说到底，大家的目的还是要出成果，出文章，是吧？：）我现在在研究人体DNA修复能力的测定，用的是个体淋巴细胞，将同一个体的淋巴细胞分为几个实验组，进行自身对照研究。本次预计做10-12个个体。哪里都找不到关于自身对照的样本量要求。不知各位有什么意见？
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fengyouxin edited on
没想到动物实验样本量的确定有这么多学问! 看得我头晕，但是早晚也要面临这个问题，以前学的统计学都忘得差不多了，偷一偷懒，看书之前先请教大虾们几个幼稚问题，请勿见笑!:P第一、假如在疫苗的动物实验研究中，在其它文章中可查到类似药物的给药剂量，但是自己所用药物的情况并不知道，更不用说什么LD100、LD50了，在这种情况下，可以参考其它文章的给药剂量吗？是不是需要自己先确定LD50？应该分几个组，每组几只动物？这种应该是毒理学研究吧第二、确立LD50之后，作疗效研究时，给药剂量与LD50有什么关系吗？假如我在试验时，治疗组设三个剂量组，如A、B、C，每组6只动物(少不少？)，最后结果B组效果最好，我可不可以直接利用这个结果？还需不需要单独用B组的剂量再做一次试验了？暂时只能想到这么多了，以后有问题少不得麻烦大家，多谢!
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楼主及各位高手好，拟进行小型猪肝脏移植模型的建立及相关实验研究，不知对大动物实验样本量的设计诸位有什么建议？
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fengyouxin 实验动物的样本量的确定是一个比较复杂的问题，事先估计样本量的大小是没错，可以增进实验的正确性。但象您这样三言两语，提供的信息太少，而需要说明的问题有很多，很难有针对性，不如您把您的实验设计讲的详细一些，至少也得说明是定性还是定量资料吧？此外最好再说明您自己的想法。这样我们的回复对您才最有帮助。您同意吗？请跟帖。能向您 请教动物实验样本量估计吗
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计算公式（看清楚了！）：
N=2*[(1.96+1.282)×S/X]2
举例：某降压药的临床实验，实验组和对照组血压的标准差分别为12和10.3（mmHg)，预实验估计两组血压差为20mmHg，α=0.05，β=0.10，估计样本大小。
计算合并标准差为11.18，
样本量N=2*[(1.96+1.282)×11.18/20]2=65.7，需66例。fengyouxin君您好！不好意思，我用您提供的公式算了一下N=2*[(1.96+1.282)×11.18/20]2=65.7貌似不对吧 好像N是6.57。。。。是我算错了吗 ？请指教！！
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AN69 非常感谢耐心解答，也让我羞愧难挡，科学的原理不懂，倒也做起科研来了。
假如欲用公式法得出我实验中的有效样本数，那么预实验中先行解决的问题有：
两组观测指标的均数以计算X及S
公式中求得的值为其中一组的样本数，但应用到我的实验中，是模型组或者治疗组的样本数呢，还是其中一个时间点的样本数？
查表法求样本数是否也需先行预实验？哪里能找到该表？
图文分析系统对数据定量的准确性的确性存在疑问，假如先对数据的分布进行检验，如符和正态分布时仍用秩和检验？不过不少文献对该结果还是简单 的t检验或方差分析，似乎不严谨 关于这个公式，我觉得非常好用，但是有没有别的公式呢，我发现觉得多数实验不止2组，比如我的是4个组的，会有4个S和4个x，有没有那种完全随机设计的样本量公式呢
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我也想请问下关于样本量的问题 我现在打算做一个补阳还五汤加味对于颈动脉斑块内皮细胞影响的实验 看了很多文章 由于我想做的是血清细胞学 就是用灌胃的大鼠的血清注射给细胞 所以我考虑实验是一个空白组 一个造模组 等造模完成后提取受损的血管内皮细胞 这对于造模所需动物有央求么
我想一组5只老鼠 最后12周后选取造模最成功的一只培养细胞 请问这样可行么 （造模我打算用维生素D3+高脂饲料+球囊拉伤术） 由于第一次做 怕手术时死伤太多 所以样本量一直在纠结 希望各位大神帮忙解答下
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草草和球球 edited on
drwing 楼主及各位高手好，拟进行小型猪肝脏移植模型的建立及相关实验研究，不知对大动物实验样本量的设计诸位有什么建议？ 您的问题解决了吗，大动物的样本量怎么估计，我最近也在为这个事情烦恼，能否讲讲您的经验？
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样本量估计 1.实验分为3组，小鼠，分别为模型组、干预组、空白对照组，分别采取western blot、免疫组化、PCR3种实验方法分别检测同一个蛋白指标，两两比较（模型组与干预组、干预组与空白对照组、模型组与空白对照组）表达的差异——计量指标。 2.采用双侧检验； 3.两个重要的估计样本大小的参数分别是第一类错误α和第二类错误β，以α=0.05，β=0.10比较常用，对应的u值（就是标准正态分布的 u值）分别为1.96和1.282；——这个不懂该怎么理解？（如所有样本量估计都适用吗？） 4.估计两种不同处理间的差异（用X表示），根据预实验的结果，用两组均值的差来估计。 5.标准差（用S表示）的估计，预实验两组的标准差S1和S2，合并标准差为：SQRT[（S1 2+S2 2 ）/2]（我用SQRT代表开平方）
6、计算公式： N=2*[(1.96+1.282)×S/X]2 举例：某降压药的临床实验，实验组和对照组血压的标准差分别为12和10.3（mmHg)，预实验估计两组血压差为20mmHg，α=0.05，β=0.10，估计样本大小。 计算合并标准差为11.18， 样本量N=2*[(1.96+1.282)×11.18/20]2=65.7，需66例。 老师您好，我是小硕一枚，一直在纠结样本量的算法，所以来丁香园找了一些资料，受益颇多，上面就是我的实验情况，按老师的方法这样算，不知道get了老师的点没有，求各位老师指导，非常感激！
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游客 再补充一些：
1.上述公式求得的样本量只是1组的，如例题所示，共需病例66*2=132；还有每组的样本量都要一致，这样可以提高统计检验的效率（很多人都是这样做的，但并未从统计检验的角度去考虑）；此外还需强调，公式法和查表法都可以用来求样本量，一般应当以后者为准，目前的样本大小估计用表多数来自WHO在1990年发布的用表，公式法和查表法的原理略有不同，一般是利用前者求得的样本大小要比后者少1~2例，有的作者认为应当在公式法的基础上，再加1-2例，但也可以不加。 请教游客老师：请问动物实验中，两组动物某蛋白的表达差异一般设为多少合适？
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老师您好！请问，小鼠的实验，某神经元膜蛋白，在给药前后表达差异一般设为多少合适呢？谢谢老师！
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一线清风 样本量估计 1.实验分为3组，小鼠，分别为模型组、干预组、空白对照组，分别采取western blot、免疫组化、PCR3种实验方法分别检测同一个蛋白指标，两两比较（模型组与干预组、干预组与空白对照组、模型组与空白对照组）表达的差异——计量指标。 2.采用双侧检验； 3.两个重要的估计样本大小的参数分别是第一类错误α和第二类错误β，以α=0.05，β=0.10比较常用，对应的u值（就是标准正态分布的 u值）分别为1.96和1.282；——这个不懂该怎么理解？（如所有样本量估计都适用吗？） 4.估计两种不同处理间的差异（用X表示），根据预实验的结果，用两组均值的差来估计。 5.标准差（用S表示）的估计，预实验两组的标准差S1和S2，合并标准差为：SQRT[（S1 2+S2 2 ）/2]（我用SQRT代表开平方）
6、计算公式： N=2*[(1.96+1.282)×S/X]2 举例：某降压药的临床实验，实验组和对照组血压的标准差分别为12和10.3（mmHg)，预实验估计两组血压差为20mmHg，α=0.05，β=0.10，估计样本大小。 计算合并标准差为11.18， 样本量N=2*[(1.96+1.282)×11.18/20]2=65.7，需66例。 老师您好，我是小硕一枚，一直在纠结样本量的算法，所以来丁香园找了一些资料，受益颇多，上面就是我的实验情况，按老师的方法这样算，不知道get了老师的点没有，求各位老师指导，非常感激！前辈，你的样本量计算搞懂了么？我也遇到同样的问题！
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