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动物模型_图文
简明医学动物实验技术与人类疾病动物模型教程
第一章 实验动物基本知识
第一节 实验动物的编号
兔等较大的动物可用特制的号码牌固定于耳廓上。小鼠、大鼠或白色家兔等，可用黄色 苦味酸涂于毛上不同部位进行标记。 如给小鼠标记 1～30 号， 可在小白鼠背部按下图图示编 号，第 30 号不作标记。见图 1-1。
图 1－1 小鼠背部编号示意图
第二节 实验动物的捉拿方法
1．蛙、蟾蜍： 用左手握持动物，以食指和中指夹住双侧前肢。毁脑和脊髓时，左手 食指和中指夹持头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。然 后退回探针向后刺入椎管内破坏脊髓。固定方法根据实验要求。 2．小鼠： 捉拿法有二种：一种是将鼠放在鼠笼盖或其他粗糙面上，用右手提起尾部， 向后上方轻拉，此时小鼠前肢，紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮 肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中； 另一种抓法是只用左手， 先用拇指和食指抓 住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。前一方法 简单易学，后一方法较难难，但捉拿快速。见图 1-2。
图 1-2 小白鼠捉拿及固定方法
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3．大鼠： 捉拿及固定方法基本同小鼠，将大鼠放在粗糙面上，右手抓往鼠尾，左手 戴上防护手套或用厚布盖住大鼠。 抓住整个身体并固定其头部以防咬伤， 捉拿时勿用力过大 过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。大鼠在惊恐或激怒时易将实验操作者咬伤，在捉拿时应 注意。 4．豚鼠： 以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下抓住豚鼠，另一只手托住其臀部。体重 小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。 5．家兔： 一手抓住颈背部皮肤，轻轻将兔提起，另一手托住其臀部。 6．猫： 捉拿时先轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼中，轻抚猫的头颈及背部，抓住颈背 部皮肤并以另一只手抓住腰背部。凶暴的猫，不让接触或捉拿时，可用套网捉拿。操作过程 中注意猫的利爪和牙齿，勿被其抓伤或咬伤，必要时可用固定袋将猫固定。
第三节 实验动物的麻醉方法
一、麻醉方法 （一）全身麻醉 1． 吸入法 用一块圆玻璃板和一个钟罩或一个密闭的玻璃箱作为挥发性麻醉剂的容器， 多选用乙醚作麻药。麻醉时事先将几个蘸有乙醚的棉球放入钟罩或箱内，让其挥发，然后投 待麻醉动物，约隔 4-6 分钟即可麻醉，麻醉后应立即取出动物，同时准备一个蘸有乙醚的棉 球小烧杯，在动物麻醉变浅时套在鼻上使其补吸麻药。本法最适于大、小鼠的短期操作性实 验的麻醉，也可用于较大的动物，但要求有麻醉口罩或较大的玻璃箱。由于乙醚燃点很低， 遇火极易燃烧，所以在使用时，一定要远离火源。 2．腹腔和静脉给药麻醉法 非挥发性和中药麻醉剂均可用作腹腔和静脉注射麻醉， 操作简便， 是实验室最常采用的 方法之一。腹腔给药麻醉多用于大小鼠和豚鼠，较大的动物如兔、狗等则多用静脉给药进行 麻醉。由于各种麻醉剂的作用时间长短以及毒性差别较大，在腹腔和静脉麻醉时，一定控制 药物的浓度和注射量（见表 1－1） 。 表 1－1 常用麻醉剂的用法及剂量 麻 醉 剂 戊巴比妥纳 动 物 给药方法 静脉 腹腔 大、小鼠、豚鼠 硫喷妥纳 狗、兔 大白鼠 小白鼠 氯 醛 糖 兔 大白鼠 腹腔 静脉 腹腔 腹腔 静脉 腹腔 剂 量 （mg/kg） 30 40-50 40-50 15-20 40 15-20 80-100 50 常用 浓度% 3 3 2 2 1 1 2 2 3-4 小时，诱导期不明显 维 持 时 间 2-4 小时中途加上 1/5 量，可维持 1 小时以上， 麻醉力强，易抑制呼吸。 15-30 分钟，麻醉力强， 宜缓慢注射。
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兔 大、小白鼠 蛙 蟾蜍
静脉 皮下或肌肉
30 20 20-25 10
2-4 小时，毒性小，主 要适用小动物的麻醉。
淋巴囊注射 0.1ml/100g 淋巴囊注射 1ml/100g
（二）局部麻醉 1． 猫的局部麻醉一般应用 0.5-1.0%盐酸普鲁卡因注射。 粘膜表面麻醉宜用 2%盐酸可卡 因。 2．兔在眼球手术时，可于结膜囊滴入 0.02%盐酸可卡因溶液，数秒钟即可麻醉。 3． 狗的局部麻醉用 0.5-1%盐酸普鲁卡因注射。 眼鼻、 咽喉表面麻醉可用 2%盐酸可卡因。
二、麻醉注意事项
1．静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张性、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些 活动明显减弱或消失时， 立即停止注射。 配制的药液浓度要适中， 不可过高， 以免麻醉过急； 但也不能过低，以免注入溶液的体积过大。 2．麻醉时需注意保温。麻醉期间，动物的体温调节机能往往受到抑制，出现体温下降， 可能影响实验的准确性。此时常需采取保温措施，保温的方法有实验桌内装灯，电褥，台灯 照射等。无论用哪种方法加温都应根据动物的肛门体温而定。常用实验动物正常体温范围： 猫为 38.6℃±1.0℃，兔为 38.4℃±1.0℃，大鼠为 39.3℃±0.5℃。 3．在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。
三、各种实验动物的麻醉药物和麻醉方法
（1）乙醚： 乙醚为挥发性麻醉药，常用于小动物（小鼠）的麻醉。将蘸有乙醚的棉 球放入玻璃罩内，利用乙醚的挥发性质，经肺吸入后，作用出现快，但除去乙醚后麻醉作用 很快消除。乙醚麻醉初期常出现兴奋现象，且因对呼吸道有强烈的刺激性，使呼吸道分泌物 增加，导致呼吸道阻塞，故应用时应注意观察。 （2）戊巴比妥钠： 戊巴比妥钠的作用稳定，麻醉持续时间中等(一次给药可维持作用 2～4 h)，一般实验均可使用。常用其 3% 溶液。各种动物所用戊巴比妥钠剂量如下：狗： 30mg/kg，iv。猫、兔：30～40mg/kg，iv 或 ip。大鼠、小鼠：40～50mg/kg，ip （3）乌拉坦：乌拉坦的作用较弱，对呼吸的抑制作用小。是动物实验常用的麻醉药。 家兔与大鼠所用剂量为：1.0～1.5 g/kg，iv 或 ip。 （4）氯醛糖： 氯醛糖对血压和神经反射影响较小，适用于心血管实验。其溶解度小， 常用浓度为 1% 。狗、猫所用剂量为 80～100mg./kg，iv 或 ip。常与戊巴比妥钠或乌拉坦合 用，合用时应适当减少剂量。 （5）平衡麻醉液：作用稳定，麻醉维持时间 30～50 分钟。配方：每 1000ml 平衡麻醉 液含戊巴比妥钠 9.6g，水合氯醛 42.4g，硫酸镁 21.2g，丙二醇 39.6ml，无水乙醇 100ml。
第四节 实验动物的处死方法
实验动物的处死方法很多，应根据实验目的、实验动物品种（品系）以及需要采集标本 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 3 页
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的部位等因素，选择不同的处死方法。无论采用哪一种方法，都应遵循安乐死的原则。安乐 死是指在不影响动物实验结果的前提下， 使实验动物短时间无痛苦地死亡。 处死实验动物时 应注意，首先要保证实验人员的安全；其次要确认实验动物已经死亡，通过对呼吸、心跳、 瞳孔、神经反射等指征的观察，对死亡作出综合判断；再者要注意环保，避免污染环境，还 要妥善处理好尸体。 一、颈椎脱臼处死法 此法是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。将鼠放 在鼠笼盖或其他粗糙面上，用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部，右手抓住鼠尾根部 用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，实验动物立即死亡。 二、断头处死法 此法适用于较小的实验动物。操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住 实验动物右腋窝，食指和中指夹住左前肢，右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断，使实验动 物因脑脊髓断离且大量出血死亡。 三、击打头盖骨处死法 主要用于豚鼠和兔的处死。 操作时抓住实验动物尾部并提起， 用木锤等硬物猛烈打击实 验动物头部，使大脑中枢遭到破坏，实验动物痉挛并死亡。 四、放血处死法 此法适用于各种实验动物。具体做法是将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或 剪破、刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。 犬、猴等大动物应在轻度麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切 断，让血液流出。操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持 操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。 五、空气栓塞处死法 处死兔、猫、犬常用此法。向实验动物静脉内注入一定量的空气，形成肺动脉或冠状动 脉空气栓塞，或导致心腔内充满气泡，心脏收缩时气泡变小，心脏舒张时气泡变大，从而影 响回心血液量和心输出量，引起循环障碍、休克、死亡。空气栓塞处死法注入的空气量，猫 和兔为 20~50ml，犬为 90~160ml。 六、过量麻醉处死法 此法多用于处死豚鼠和家兔。快速过量注射非挥发性麻醉药（投药量为深麻醉时的 30 倍） ，或让动物吸入过量的乙醚，使实验动物中枢神经过度抑制，导致死亡。 七、毒气处死法 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 4 页
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让实验动物吸入大量 CO2 等气体而中毒死亡。
第五节 实验动物体液采集方法
一、 血液的采集 采血方法的选择， 决定于实验的目的所需血量以及动物种类。 凡用血量较少的检验如红、 白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管 的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始， 以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢 + + 紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳分压和血液 pH 值以及 K 、Na 、CI-离子浓度， 必须采取动脉血液。 采血时注意事项： （1）采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在 25～28℃，冬季则保持在 15～20℃ 为宜。 （2）采血用具及采用部位一般需要进行消毒。 （3）采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥。 （4）若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。 （一）各种动物的取血量和取血部位如下： （1）取少量血 ａ．尾静脉 大鼠、小鼠 ｂ．耳静脉 兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 ｃ．眼底静脉丛 兔、大鼠、小鼠 d．舌下静脉 兔 e．腹壁静脉 青蛙、蟾蜍 f．冠、脚蹼皮下静脉 鸡、鸭、鹅 （2）取中量血 ａ．后肢外侧皮下小隐静脉 狗、猴、猫 ｂ．前肢内侧皮下头静脉 狗、猴、猫 ｃ．耳中央动脉 兔 ｄ．颈静脉 狗、猫、兔 ｅ．心脏 豚鼠、大鼠、小鼠 ｆ．断头 大鼠、小鼠 ｇ．翼下静脉 鸡、鸭、鸽、鹅 ｈ．颈动脉 鸡、鸭、鸽、鹅 ３．取大量血 ａ．股动脉、颈动脉 狗、猴、猫、兔 ｂ．心脏 狗、猴、猫、兔 ｃ．颈静脉 马、牛、山羊、绵羊 ｄ．摘眼球 大鼠、小鼠
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动物品种 小 鼠 大 鼠 豚 鼠 兔 狼 狗 猎 狗 猴
（二）各种动物的安全取血量见下表： 最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml) 0.2 0.3 1 2 5 10 10 40 100 500 50 200 15 60 （三）各种动物的具体取血方法
1．大、小鼠采血法 （1） 割(剪)尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾，将尾部毛剪 去后消毒，然后浸在 45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀 或剪刀)割去尾尖 0.3-0.5cm，让血液自行滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束后， 伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。 每鼠一般可采血 10 余次以上。小鼠每次可取血 0.1ml，大鼠 0.3～0.5ml。 （2） 鼠尾刺血法 大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)， 可采用本法。 先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精擦拭消毒，使鼠尾充血。用 7 号或 8 号注射针头，刺入鼠尾 静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集 10～50ml。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾 末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 （3） 眼眶静脉丛采血 采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大 鼠采血需带上纱手套)， 应防止动物窒息。 取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧， 使眶后静脉丛充血。右手持续接 7 号针头的 1ml 注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细 管内径 0.5～1.0mm)，使采血器与鼠面成 45 度的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球， 刺入后再转 180 度使斜面对着眼眶后界。刺入深度，小鼠约 2～3mm，大鼠约 4～5mm。当感 到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约 0.1～0.5mm，边退边抽。若穿刺适当，血液能 自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出， 以防止术后穿刺孔出血。 若技术熟练，用本法短期内重复采血均无多大困难。左右两眼轮 换更好。体重 20～25g 的小鼠每次可采血 0.2～0.3ml；体重 200～300g 大鼠每次可采血 0.5~1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 （4） 断头取血 采血者的左手拇指和食指从背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并 作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约 1/2～4/5 的颈部剪断，让血自由滴入盛 器。小鼠可采用约 0.8～1.2大鼠约 5-10ml。 （5） 心脏采血 鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采 血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用 针头刺入右心室，吸取血液。小鼠约 0.5~0.6ml；大鼠约 0.8～1.2ml。 （6） 颈动静脉采血 先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静 脉充分暴露，可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将 血滴入试管内。 （7） 腹主动脉采血 最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线切开皮肤 打开腹腔，使腹主动脉清楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组 织，夹住动脉，用尖头手术剪刀，剪断动脉，使血液喷入盛器。 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 6 页
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（8） 股动(静)脉采血 先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈。 或者以搏动为指标，右手用注射器刺入血管。体重 15～20g 小鼠采血约 0.2～0.8ml，大鼠 约 0.4～0.6ml。 2．豚鼠采血法 （1） 耳缘剪口采血 将耳消毒后， 用锐器(刀或刀片)割破耳缘， 并在切口边缘涂抹 20% 柠檬酸钠溶液，阻止血凝，血可自切口自动流出，进入盛器。操作时，使耳充血效果较好。 此法能采血 0.5ml 左右。 （2） 心脏采血 取血前应探明心脏搏动最强部位，通常在胸骨左缘的正中，选心跳最 显的部位作穿刺。针头宜稍细长些，以免发生手术后穿刺孔出血，其操作手法详见兔心脏采 血。因豚鼠身体较小，一般可不必将动物固定在解剖台上，而可由助手握住前后肢进行采血 即可。成年豚鼠每周采血应不超过 10ml 为宜。 （3） 股动脉采血 将动物仰位固定在手术台上，剪去腹股沟区的毛，麻醉后，局部用 碘酒消毒。切开长约 2～3cm 的皮肤，使股动脉暴露并分离。然后，用镊子提起股动脉，远 端结扎，近端用止血钳夹住，在动脉中央剪一小孔，用无菌玻璃小导管或聚乙烯、聚四氟乙 烯管插入，放开止血钳，血液即导管口流出。一次可采血 10～20ml。 （4） 背中足静脉取血 助手固定动物，将其右或左右膝关节伸直提到术者面前。术者 将动物脚背面用酒精消毒，找出背中足静脉后，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手 拿的注射针刺入静脉。 拔针后立即出血， 呈半球状隆起。 采血后， 用纱布或脱脂棉压迫止血。 反复采血时，两后肢交替使用。 3．兔采血法 （1） 耳静脉采血 本法为最常用的取血法之一，常作多次反复取血用，因此，保护耳 缘静脉，防止发生栓塞特别重要。 将兔放入仅露出头部及两耳的固定盒中，或由助手以手 扶住。选耳静脉清晰的耳朵，将耳静脉部位的毛拔去，用 75%酒精局部消毒，待干。用手指 轻轻摩擦兔耳，使静脉扩张，用连有 5(1/2)号针头的注射器在耳缘静脉末端刺破血管待血 液漏出取血或将针头逆血流方向刺入耳缘静脉取血， 取血完毕用棉球压迫止血， 此种采血法 一次最多可采血 5～10ml。 （2） 耳中央动脉采血 将兔置于兔固定筒内，在兔耳的中央有一条较粗、颜色较鲜红 的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方 向刺入动脉，即可见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。此法一次抽血可达 15ml。但 抽血时应注意，由于兔耳中央动脉容易发生痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充 血，当动脉扩张，未发生痉挛性收缩之前立即进行抽血，如果等待时间过长，动脉经常会发 生较长时间的痉挛性收缩。取血用的针头一般用 6 号针头，不要太细。针刺部位从中央动脉 末端开始。不要在近耳根部取血，因耳根部软组织厚，血管位置略深，易刺透血管造成皮下 出血。 （3） 心脏取血 将家兔仰卧固定，在第三肋间距胸骨左缘 3 毫米处注射针垂直刺入心 脏，血液随即进入针管。注意事项有：⑴动作宜迅速，以缩短在心脏内的留针时间和防止血 液凝固；⑵如针头已进入心脏但抽不出血时，应将针头稍微后退一点。⑶在胸腔内针头不应 左右摆动以防止伤及心、肺。本法一次可取血 20-25ml。 （4） 后肢胫部皮下静脉取血 将兔仰卧固定于兔固定板上，或由一人将兔固定好。拔 去胫部被毛，在胫部上端股部扎以橡皮管，则在胫部外侧浅表皮下，可清楚见到皮下静脉。 用左手两指固定好静脉，右手取带有 5(1/2)号针头的注射器内皮下静脉平行方向刺入血管， 抽一下针栓，如血进入注射器，表示针头已刺入血管，即可取血。一次可取 2～5ml。取完 后必须用棉球压迫取血部位止血，时间要略长些，因此处不易止血。如止血不妥，可造成皮 下血肿，影响连续多次取血。 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 7 页
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（5） 股静脉、颈静脉取血 先作股静脉和颈静脉暴露分离手术 ○ 1 股静脉取血 注射器平行于血管，从股静脉下端向心方向刺入，徐徐抽动针栓即可取 血。抽血完毕后要注意止血。股静脉较易止血，用于纱布轻压取血部位即可。若连续多次取 血，取血部位宜尽量选择靠离心端。 2 外颈静脉取血 注射器由近心端(距颈静脉分支 2-3 厘米处)向头侧端顺血管平行方向 ○ 刺入，使注射针一直引深至颈静脉分叉处，即可取血。此处血管较粗，很容易取血，取血量 也较多，一次可取 10ml 以上。取血完毕，拔出针头，用干纱布轻轻压迫取血部位也易止血。 兔急性实验的静脉取血，用此法较方便。 ４．狗、猫采血法 （１）后肢外侧小隐静脉和前肢内侧皮下头静脉采血 此法最常用，且方便。后肢外侧 小隐静脉在后肢胫部下 1/3 的外侧浅表的皮下，由前侧方向后行走。抽血前，将狗固定在狗 架上或使狗侧卧，由助手将狗固定好。将抽血部位的毛剪去，碘酒、酒精消毒皮肤。采血者 左手拇指和食指握紧剪毛区上部， 使下肢静脉充盈， 右手用连有 6 号或 7 号针头的消毒器迅 速穿刺入静脉，左手放松将针固定，以适当速度抽血(以无气泡为宜)。或将胶皮带绑在狗股 部，或由助手握紧股部，即可。若仅需少量血液，可以不用注射器抽取，只需用针头直接刺 入静脉，待血从针孔自然滴出，放入盛器或作涂片。 采集前肢内侧皮下的头静脉血时，操 作方法基本与上述相同。一只狗一般采 10～20ml 血并不困难。 （２）股动脉采血 本法为采取狗动脉血最常用的方法。操作也较简便。稍加以训练的 狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹股沟三角动脉搏 动的部位，剪去毛。用碘酒消毒。左手中指、食指探摸股动脉跳动部位，并固定好血管，右 手取连有 5(1/2)号针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见 鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜血流入。有 时，往往刺入静脉，必须重抽之。待抽血完毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血 2～3 分 钟。 二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液， 是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄 物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的 CO2。一般简 单的代谢笼主要用来收集尿液。在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术， 较适宜于犬、 猴等大动物。 一般不需要麻醉， 导尿时将实验动物仰卧固定， 用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下，暴 露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有抵抗感，此时注意 动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道外口在阴道前庭，导尿时 于阴道前庭腹侧将导尿管插入尿道外口，其后操作同雄性动物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 8 页
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（三）输尿管插管采集尿液 一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。 剖腹后， 将膀胱牵拉至腹腔 外，暴露膀胱底两侧的输尿管。在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎，于输尿管结扎处上方 剪一小口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管，用线结扎固定插管，即可见尿液从插 管滴出，可以收集。采尿过程中要用 38℃生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。 （四）压迫膀胱采集尿液 实验人员用手在实验动物下腹部加压， 手法既轻柔又有力。 当增加的压力使实验动物膀 胱括约肌松弛时，尿液会自动流出，即行收集。 （五）穿刺膀胱采集尿液 实验动物麻醉固定后，剪去下腹部耻骨联合之上，腹正中线两侧的被毛，消毒后用注射 针头接注射器穿刺。取钝角进针，针头穿过皮肤后稍微改变角度，以避免穿刺后漏尿，然后 刺向膀胱方向，边缓慢进针边回抽，直到抽到尿液为止。 （六）剖腹采集尿液 按上述穿刺膀胱采集尿液法做术前准备，其皮肤准备范围应更大。剖腹暴露膀胱，直视 下穿刺膀胱抽取尿液。 也可于穿刺前用无齿镊夹住部分膀胱壁， 从镊子下方的膀胱壁进针抽 尿。 （七）提鼠采集尿液 鼠类被人抓住尾巴提起即出现排尿反射， 以小鼠的这种反射最明显。 可以利用这一反射 收集尿液。当鼠类被提起尾巴排尿后，尿滴挂在尿道外口附近的被毛上，不会马上流走，操 作人员应迅速用吸管或玻璃管接住尿滴。
第六节 实验动物的常用给药方法
一、经口给药法 1．灌胃法 （1）小鼠灌胃法：左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指或小指将尾部紧压在 手掌上，使小鼠腹部向上。右手持灌胃管，灌胃管长约 4～5 cm，直径约 l mm 。操作时， 经口角将灌胃管插入口腔，用胃管轻压小鼠头部，使口腔和食道成一直线，再将胃管沿上腭 壁轻轻插入食道内，当推进约 2～ 3 cm 左右时，灌胃管前端约到达隔肌水平（体重 20g 左右的小鼠） ，此时可稍感有抵抗。如此时动物无呼吸异常，即可将药注入。如遇阻力或动 物憋气时则应抽出重插。如误插入气管，注药时可引起动物立即死亡。药液注完后轻轻退出 胃管。 操作时宜轻柔， 细致， 切忌粗暴， 以防损伤食道及膈肌。 一次药量可灌注 0.1～0.25ml ／10g 体重（见图 1－3） 。 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 9 页
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图 1－3 小白鼠灌胃法
（2）大鼠灌胃法：一只手的拇指和中指分别放到大鼠的左右腋下，食指放于颈部，使 大鼠伸开两前肢，握住动物。灌胃法与小鼠相似。采用的灌胃管长约 6～8 cm，直径约为 1.2 mm，尖端呈球状。插管时，为防止插入气管，应先抽回注射器针栓，无空气抽回说明不在气 管内，即可注药。一次药量可灌注 1～2 ml／100g 体重。最大灌药量不超过 3ml／只。 （3）豚鼠灌胃法：助手以左手从动物背部把后肢伸开，握住腰部和双后肢，用右手拇、 食指夹持两前肢。 术者右手持灌胃管沿豚鼠上腭壁滑行， 插入食道， 轻轻向前推进插入胃内。 插管时亦可用木制或竹制的开口器， 将导尿管穿过开口器中心的小孔插入胃内。 插管完毕回 抽注射器针栓，无空气抽出时，慢慢推注药液，如有空气抽回时，说明插入气管，应拔出重 插。药物注完后再注入生理盐水 2 ml，冲净管内残存药物。当拔出插管时，应捏住导尿管 的开口端，慢慢抽出，当抽到近咽喉部时应快速抽出，以防残留的液体进入咽喉部，被动物 吸入。 （4）家兔灌胃法：用兔固定箱，可一人操作。右手将开口器固定于兔口中，左手将导 尿管经开口器中央小孔插入。如无固定箱，则需两人协作进行。一人坐好，腿上垫好围裙， 将家兔的后肢夹于两腿间，左手抓住双耳，固定其头部，右手抓住其两前肢。另一人将开口 器横放于家兔口中，将家兔舌压在开口器下面。此时助手的双手应将家兔耳朵、开口器和两 前肢同时固定好， 另一人将导尿管自开口器中央的小孔插入， 慢慢沿家兔口腔上腭壁插入食 道约 15～18 cm。插管完毕后，将胃管的外端放入水杯中，切忌伸入过深。如有气泡从胃管 逸出，说明不在食道内而是在气管内，应拔出来重插。如无气泡逸出，则可将药推入，并以 少量清水冲洗胃管，胃管最后的拔出同豚鼠。见图 1－4。
图 1－4 家兔灌胃法
2．口服法 如药物为固体剂型时，可直接将药物放入某些动物口中，使其口服咽下。 二、注射给药法 1．皮下注射 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 10 页
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（1）小鼠皮下注射：通常在背部皮下注射，注射时以左手拇指和中指将小鼠颈背部皮 肤轻轻提起，食指轻按其皮肤，使其形成一个三角形小窝，右手持注射器从三角窝下部刺入 皮下，轻轻摆动针头，如易摆动时则表明针尖在皮下，此刻可将药液注入，针头拔出后，以 左手在针刺部位轻轻捏住皮肤片刻，以防药液流出。大批动物注射时，可将小鼠放在鼠笼盖 或粗糙平面上，左手拉住尾部，小鼠自然向前爬动，此时右手持针迅速刺入背部皮下，推注 药液。一次注射量为 0.1～0.3 ml/10g 体重。 （2）大鼠皮下注射：注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作时轻轻提起注射部位皮 肤，将注射针头刺入皮下，一次注射量为＜1 ml／100g 体重。 （3）豚鼠皮下注射：部位可选用两后肢内侧、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。通常 在大腿内侧注射。操作时，助手将豚鼠固定于台上，术者将注射侧的后肢握住，将注射针头 与皮肤呈 45 度角的方向刺人皮下，确定针头在皮下后推入药液，拔出针头后，拇指轻压注 药部位片刻。 （4）家兔皮下注射：参照小鼠皮下注射法。 2．腹腔注射 （1）小鼠腹腔注射：左手固定动物，使腹部向上，头呈低位。右手持注射器，在小鼠 右侧下腹部刺入皮下，沿皮下向前推进 3～5mm, 然后刺入腹腔。此时有抵抗力消失之感觉， 在针头保持不动的状态下推入药液。一次可注射量为 0.1～0.25ml / l0g 体重。应注意切 勿刺伤内脏。见图 1-5。
图 1-5 小白鼠腹腔注射法
（2）大鼠、豚鼠、兔、猫等的腹腔注射: 皆可参照小鼠腹腔注射法。但应注意家兔与 猫在腹白线两侧注射，离腹白线约 1cm 处进针。 3．肌肉注射 （1）小鼠、大鼠、豚鼠肌肉注射：一般因肌肉少，不作肌肉注射，如需要时，可将动 物固定后， 一手拉直动物左或右侧后肢， 将针头刺入后肢大腿外侧肌肉内， 用 5～7 号针头， 小鼠不超过 0.2ml／侧。 （2） 家兔肌肉注射： 固定动物， 右手持注射器， 令其与肌肉成 60 度角一次刺入肌肉中， 先抽回针栓，待无回血时将药液注入，注射后轻轻按摩注射部位，帮助药液吸收。 4．静脉注射 （1）小白鼠、大白鼠静脉注射：多采用尾静脉注射，先将动物固定于固定器内（可采用 瓶底有小口的玻璃筒、金属筒或铁丝网笼） 。将全部尾部露在外面，以右手食指轻轻湮 尖部，必要时可用 45～50 度的温水浸泡尾部或用 75%乙醇擦尾部,使血管扩张充血、表皮角 质软化，以拇指与食指捏住尾部两侧，尾静脉充盈更明显，以无名指及小指夹持尾尖部，中 指以下托起尾巴固定之。用 4 号针头，令针头与尾部呈 30 度角刺入静脉，推动药液无阻力， 且可沿静脉血管出现一条白线，说明在血管内，可以注射药物。如遇阻力较大，皮下发白有 隆起，说明不在静脉内需拔出针头重新穿刺。注射完毕后，拔出针头，轻按注射部位止血。 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 11 页
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一般选择鼠尾两侧静脉，并应从鼠尾尖端开始，渐向尾根部移动，以备反复应用。一次注射 量为 0.05～0.1ml／10g 体重。大鼠亦可舌下静脉注射，或麻醉后切开大腿内侧皮肤股静脉 注射，亦可颈外静脉注射。见图 1-6。
图 1-6 小白鼠尾静脉注射法
（2）豚鼠静脉注射：可选用多部位的静脉注射，如前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉、 耳壳静脉或雄鼠的阴茎静脉注射。 一般前肢皮下头静脉穿刺易成功。 也可先将后肢皮肤切开， 暴露胫前静脉，直接穿刺注射，注射量不超过 2ml。 （3）家兔静脉注射：家兔静脉注射一般采用耳缘静脉。先除去注射部位的兔毛，用酒 精棉球涂擦耳缘静脉部皮肤， 以左手拇指与中指捏住固定耳尖部， 食指放在耳下, 垫起免耳。 右手持带有 6～8 号针头的注射器，尽量从血管远端刺入血管（不一定有回血） 。注射时针头 先刺入皮下，沿皮下向前推进少许，而后刺入血管。针头刺入血管后再稍向前推进，轻轻推 动针栓，若无阻力和局部皮肤发白隆起现象，即可注药，否则即应退出重新穿刺。注射完毕 后，用棉球压住针眼，拔出针头。见图 1-7。
图 1-7 家兔耳缘静脉注射法
5. 淋巴囊注射：蛙及蟾蜍常用淋巴囊给药。它们有数个淋巴囊（见下图） ，该处注射药 物易吸收。一般多为腹淋巴囊作为给药途径。一手抓住蛙，固定四肢，将腹部朝上，另一手 持注射器，将针头先经蛙后肢上端刺入，经大腿肌肉层，再刺入腹壁皮下腹淋巴囊内，然后 注入药液。这种注射方法可防止拔出针头后药液外逸。注射量为 0.25～1.0 ml／只。见图 1-8。 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 12 页
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图 1-8 蛙淋巴囊示意图
6、气管给药 将动物乙醚麻醉，剪开颈部皮肤长 2cm 分离气管，用 1ml 注射器刺入气管给药。给药后 将皮肤缝合。 7、脑室给药 常用大鼠的脑室给药，用 10%的水合氯醛麻醉，0.3ml/100g。腹腔注射麻醉后，固定大 鼠头部于立体定位头架上（江湾 I 型 c），将大鼠头部切开长 1.5cm 暴露前囟，以前囟后， 在前囟前 0.8mm 中央线旁开 1.3mm，用 7 号针头将颅骨钻孔，用微量注射器下针深度 3mm 给 药后，需要停留 5 分钟后将针拔出，将皮肤缝合。 附：大鼠和小鼠尾静脉注射技巧与心得 大鼠和小鼠尾静脉注射的关键步骤是: 1. 将小鼠固定好, 将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。 小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放 在鼠笼盖或其它粗糙表面上， 在小鼠向前挣扎爬行时， 用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部 皮肤，将小鼠置于左手掌心，用无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。 在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定，如尾静脉注 射架或粗的玻璃试管。 如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作, 如进行解剖实验则必须 先行无痛处死后再进行。 也可用下述方法： （1） 小鼠要固定好，自制一个笼子，前面通气，中间最好有一个挡 板，让小鼠不能后退，筒子后面开一个口，将尾巴开口从拉出； （2）注射前用温水浸泡鼠尾 几分钟； （3）注意操作时要遵循先远后近原则； （4）针尖刺入血管后要注意保持稳定，否则 很容易刺穿血管。 2. 用酒精棉球擦拭尾巴, 使血管扩张; 或者用热水或者热毛巾焐热，使静脉扩张；选 用适当的针头，越细越好；在尾部较靠近上段的地方注射，这里血管比较大。注射状态为尾 巴发白，紧靠白色的尾骨两侧清晰可见两根红色静脉。 3. 用左手的食指、 中指、 无名指及大拇指将小鼠尾巴固定。 握住 1ml 注射器前面 0.1ml 处。右手小指搭在拽着鼠尾的左手拇指处；如果血管充盈则进 1/2，进入，停，上挑针头， 进针；左右轻摆动，如可动，可注射。 4. 注射: 注射时左手扯尾，使尾巴紧贴桌面，尾巴与桌边紧贴转弯处为进针部位，一 般选择距尾尖 1/4 或 1/3 处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易。进针时，针头与桌 面平行，针尖稍稍朝下，从中指及无名指与拇指接触处稍上方进针，一旦进入，须将针头稍 稍上挑进入， 针头沿血管推进， 可明显感觉到针行通畅， 毫无阻力， 肉眼可观察到针头前进。 。 若针头不在血管中，手感针行有阻力，有一种堵的感觉。进针时不要太深，针头入皮肤后马 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 13 页
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上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了！如针头处出 现皮丘则说明在皮下，拔出重来。 针进入后，切记手不可发抖，因为血管壁非常薄，容易扎穿。一般选用 4 号或 4 号半针头。 最好用注射疫苗时用的 2 毫升一次性注射器。
第七节 实验动物给药量的确定
在观察一个药物的作用时，应该给动物多大的剂量是实验开始时应确定的一个重要问 题。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死，可以按下述方法确定剂 量： 1．先用小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量，然后用小于中毒量的剂量，或取致死量 的若干分之一为应用剂量，一般可取 1/10～1/5。 2．植物药粗制剂的剂量多按生药折算。 3．化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的药物的 剂量。 4．确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降、精 神不振、活动减少或其他症状） ，可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显， 则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大 而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整 的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。 5．确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。一般说确定的给药 剂量是指成年动物的，如是幼小动物，剂量应减少。 6．确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同，以口服量为 100 时，灌肠量应为 100～200，皮下注射量 30～50，肌肉注射量为 25～30，静脉注射量为 25。
第八节 实验动物被毛去除方法
动物实验前应去除实验操作局部的被毛， 以免影响实验操作和观察。 常用的被毛去除方 法有拔毛法、剪毛法、剃毛法和脱毛法四种。 一、拔毛法 实验动物被固定后，用食指和拇指将暴露部位的毛拔去。进行采血或动、静脉穿刺时， 常用此方法暴露血管穿刺的部位。 拔毛不但暴露了血管， 而且刺激了局部组织产生扩张血管 的作用。如作兔耳缘静脉和鼠静脉采血，就要拔去上述静脉表面的被毛。 二、剪毛法 实验动物被固定后， 用水湿润局部被毛， 绷紧局部皮肤， 用剪刀紧贴皮肤表面剪去被毛。 这是家兔和犬颈部手术，家兔胸、腹部手术，局部皮肤需要去除被毛时常采用的方法。注意 剪毛过程中切不可提起被毛，以免剪伤皮肤。同时为了避免被毛到处飞扬，应预先准备一个 盛有自来水的杯子装载剪下来的被毛。 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 14 页
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三、剃毛法 实验动物固定后，用刷子蘸温肥皂水将需要暴露部位的被毛湿透，用剪刀剪去被毛，然 后用剃毛刀逆被毛生长方向剃去残留被毛。剃毛时必须绷紧局部皮肤，尽量不要剃破皮肤。 剃毛法常用于大动物手术区域皮肤的术前准备。 剃毛刀除专用刀具外， 尚可用止血钳夹持半 片新剃须刀片代替，但要小心不要割破皮肤或血管。 四、脱毛法 脱毛法是采用化学脱毛剂进行脱毛的方法。 此法常用于大动物无菌手术， 局部皮肤刺激 性实验，观察实验动物局部血液循环等实验。 （一）常用脱毛剂配方 配方 1：硫化纳 8g 溶于 100ml 水中。 配方 2：硫化纳：肥皂粉：淀粉的比例为 3：1：7，再加水调至糊状。 配方 3：硫化纳 10g 和生石灰 15g 溶于 100ml 水中。 （二）脱毛方法 使用脱毛剂前应剪去局部被毛， 但剪毛前不能用水湿润被毛， 以免脱毛剂流入毛根造成 损伤。脱毛时用镊子夹棉球或纱布团蘸脱毛剂涂抹一层在已剪去被毛的部位，3~5 分钟后， 用温水洗去脱下的毛和脱毛剂。再用干纱布将水檫干，涂上一层油脂。注意操作时动作应轻 巧，以免脱毛剂沾在实验人员的皮肤、粘膜上，造成不必要的损伤。 配方 1 和 2 适用于家兔和啮齿类动物的脱毛，配方 3 适合给犬脱毛。
第九节 实验动物的急救措施
当实验进行中因麻醉过量、大失血、过强的创伤、窒息等各种原因，动物出现血压急剧 下降、呼吸极慢而不规则、角膜反射消失等临床死亡症状时，应立即进行急救。急救的方法 可根据动物情况而定。对狗、兔、猫常用的急救措施有下面几种。 1. 针刺 针刺人中穴对挽救家兔效果较好。 对狗用每分钟几百次频率的脉冲电刺激膈神经效果较 好。 2. 注射强心剂 可以静脉注射 0.1%肾上腺素 1ml， 必要时直接作心脏内注射。 肾上腺素具有增强心肌收 缩力，使心肌收缩幅度增大与加速房室传导速度，扩张冠状动脉，增强心肌供血、供氧及改 善心肌代谢，刺激高位及低位心脏起搏点等作用。 当动物注射肾上腺素后，如心脏已搏动但极为无力时，可从静脉或心腔内注射 1%氯化 钙 5ml。钙离子可兴奋心肌紧张力，而使心肌收缩加强，血压上升。 3. 注射呼吸中枢兴奋药 可从静脉注射山梗莱碱或尼可刹米。给药剂量和药理作用如下：
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尼可刹米：每条动物一次注 25%1ml。此药可直接兴奋延髓呼吸中枢，使呼吸加速加深； 对血管运动中枢的兴奋作用较弱。在动物抑制情况下作用更明显。 山梗莱碱：每条动物一次可注入 1%0.5ml。此药可刺激颈动脉体的化学感受器，反射性 地兴奋呼吸中枢；同时此药对呼吸中枢还有轻微的直接兴奋作用。作为呼吸兴奋药，它比其 他药作用迅速而显著，呼吸可迅速加深加快，血压亦同时升高。 4. 动脉快速注射高渗葡萄糖液 一般常采用经动脉逆血流加压、快速、冲击式的注入 40%葡萄糖溶液。注射量根据动物 而定，如狗可按 2-3ml/kg 体重计算。这样可刺激动物血管内感受器，反射性地引起血压呼 吸的改善。 5. 动脉快速输血、输液 在做失血性休克或死亡复活等实验时采用。 可在动物股动脉插一软塑料套管， 连接加压 输液装置（血压计连接输液瓶上口，下口通过胶皮管连接塑料套管） 。当动物发生临床死亡 时，即可加压（180-200mmHg）快速从股动脉输血和低分子右旋糖酐。如实验前动物曾用肝 素抗凝，由于微循环血管中始终保持通畅，不出现血管中血液凝固现象，因此就是动物出现 临床死亡后数分钟，采用此种急救措施仍易救活。 6. 人工呼吸 可采用双手压迫动物胸廓进行人工呼吸。如有电动人工呼吸器，可行气管分离插管后， 再连接人工呼吸器进行人工呼吸。一旦见到动物自动呼吸恢复，即可停止人工呼吸。 有条件时，当动物呼吸停止，而心搏极弱或刚停止时，可用 5%CO2 和 60%O2 的混合气体 进行人工呼吸，效果更好。 采用人工呼吸器时，应调整其容量：大鼠为 50 次/分钟，每次 8ml/kg(即 400ml/kg/分 钟)；兔和猫为 30 次/分钟，每次 10ml/kg（即 300ml/kg/分钟） ；犬为 20 次/分钟，每次 100ml/kg(即 2000ml/kg/分钟)。
第二章 人类疾病的动物模型及药物实验方法概论
第一节 神经系统药物实验方法
一、中枢神经系统药理学实验中动物的选择与应用
（一） 镇静催眠和抗精神病药物实验 1．实验动物的选择：研究动物行为药理学最常用的动物有小鼠、大鼠、猫、鸽、猴等。 实验时常用两个种属的动物。第一种是用实验比较方便的动物，如小鼠、大鼠。第二种是用 非啮齿类动物，最好选用猴子或猩猩。选择动物时应注意各种系动物的特点。第一种动物适 用于作刺激研究，因为大鼠视觉、嗅觉较灵敏，做条件反射等实验反应良好。但大鼠对许多 药物易产生耐药性。猫和狗的自然行为多样而稳定，常用于神经药理和神经生理实验。猴子 和猩猩则更接近于人类。 大鼠和小鼠的活动在夜间比白天多， 故研究中枢神经抑制药在夜间 进行实验较好。不同种属的动物对药物的反应可以有明显差异。如吗啡对大鼠、兔、狗和猴 的作用是抑制性的，但对小鼠、猫、鹅和马的作用是兴奋性的，所以做实验时要选择不同种 属的动物。 2．药物对动物一般活动的影响：常用且简易的方法是采用直接观察法，观察动物的一 般行为和特殊情绪，如激怒、躁狂、瞳孔大小、对捕捉抵抗等行为。为便于记录，可用评定 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 16 页
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行为改变和行为分级的方法，采用定性和定量来记录动物行为。如常用 Norton 对猴、猫、 地鼠的行为定量分级， 将对照组和用药组动物进行定时观察， 并按下述行为分级法打分记录 （表 2－1） ，求出每组平均数，进行 t 检验，确定有无显著性。 表 2－1 Norton 行为分级法 动物 活动分级 一般活动： 1 2 3 4 5 满 足： 6 7 8 9 10 兴 奋： 11 12 13 14 15 防御动作： 16 17 18 19 20 激怒动作： 21 22 23 24 25 站 排 踢 吱 吱 叫 站起防御 左右摇晃 粗 叫 声 拖 追 咬 立 拉 逐 张 口 呼 噜 声 温 驯 跳 喵 喵 叫 走 站 竖 动 立 尾 地 鼠 猴 猫
推动粪便 吃 食
跟着观察者 取 东 西 走 玩 叫 修饰动作 吃 食 动 耍
紧贴身子睡 睡 排 搔 吃 眠 尿 抓 食
清洁身体 揉 捏
呜 呜 叫 触 休 嚎 竖 甩 摸 息 叫 毛 尾
清洁身子 抬 取 走 爬 攫 嗅 便 头 食 路 行 取
休息（坐） 吱 吱 叫 张 跳 格 格 声 注 意 听 缩 排 咬 缩 张 怒 低 m 回 尿 牙 回 嘴 叫 头 缩 口
瞳孔扩大 多 咆 动 哮
嘶 嘶 叫 耳 缩 m 猛 站 咬 抓 拍 击 动 回 曲 扑 立
向前猛冲 拍 击
3．常用催眠药对各种动物的影响：各种动物的催眠剂量见表 2－2。 表 2－2 药物对各种动物的催眠剂量（荻原弥四郎 1971） 药 物 静脉注射的催眠剂量（mg/kg）
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小白鼠 异戊巴比妥钠 巴比妥钠 戊巴比妥钠 环已巴比妥钠 苯巴比妥钠 司可巴比妥钠 水合氯醛 副 醛 54 234 35 47 134 30 400
大白鼠 55 190 25 75
猫 40 200 25 25 180 25
25 30 80 100
100 17.5 300
80/225 1000 *
乌 拉 坦 氯 醛 糖 *表示腹腔注射 114
（二）抗精神病药物的行为实验 去水吗啡能增强大白鼠舔、嗅、咬等定向行为，这是由于药物增强黑质--经纹状体脑内 多巴胺（DA）能系统功能的缘故。安定剂抑制大白鼠的定向运动的作用强度与安定剂抑制脑 内 DA 能受体功能有相关性。常选用 150～200 克大白鼠，皮下注射去水吗啡 2mg/kg，作定 向运动强度实验。 去水吗啡引起的攀爬行为是动物黑质－纹状状体系统内 DA 能功能增强的表现。 Costentin 发现小白鼠注射去水吗啡后喜欢垂吊在铁丝网上，应用安定剂可拮抗去水吗啡引 起的小白鼠垂吊现象，这一拮抗作用与安定剂作用的强弱有较好的平行关系。 僵住症是动物锥体外系运动功能失调的一种表现， 常选用 150～200 克大白鼠作此实验。 （三）抗惊厥和抗震颤麻痹药实验 1．化学物质引起惊厥法：常选用小白鼠，也可采用大白鼠，猫或兔则可作特殊观察。 采用戊四唑惊厥法，在小鼠皮下注射 85mg/kg（最大也有用 150mg/kg，此剂量已是 LD98） ， 腹腔注射为 100mg/kg（最大 175mg/kg）作实验时，不同种系小鼠可有不同反应，Bastian 曾比较过由 8 处供应的 4 个种系的小鼠， 其中 CFW 种小鼠在持续惊厥后立即死亡的发生率为 100%，而其它 3 种有 10～30%动物在持续惊厥后存活很长时间不死亡。因此作药物活性比较 时，应选用同一品种。 2．听源性发作法：某些敏感动物（主要是鼠类）在受到强铃声刺激时，能产生一种定 型的运动性发作，称为“听源性发作” （audiogenic seizure） ，这是研究抗癫痫药物的一种 常用模型。如果选用 DBA/2J 系小鼠（听源阳性鼠）供科研用。也可采用一些药物来提高大 鼠听源性发作阳性率。如在亚惊厥剂量的戊四唑（16mg/kg） 、士的宁（1mg/kg） 、苦味毒 （1mg/kg）或咖啡因（150mg/kg）作用基础上，给予铃声刺激，可使部分听源阴性鼠也能产 生发作。上述药物所致的阳性发作率分别为 47.%、66.5%、38.4%、18.1%。 3．慢性实验性癫痫模型：各种动物的大脑皮质感觉动物区是致痫敏感区之一，特别是 猴极易在此区形成癫痫病灶。将铝剂注入到中央前回和中央后回比单注入中央前回易于形 成；将铝剂注入到猴和猫的颞叶前部，可引起运动性和精神运动性发作；大脑皮质其他区域 不敏感。 此外， 还报导注于杏仁壳核也可引起发作。 病理模型的形成以猴最为敏感， 猫次之， 其他动物不敏感。所以，常选用猴作此实验，麻醉后无菌条件下将消毒后的 4%氢氧化铝乳 剂用皮内针头注到前脑和后脑皮质感觉运动区， 注射两点或数点， 勿使药液外流于软脑膜内， ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 18 页
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可在注后 35~60 天，出现自发性癫痫发作。如果铝剂形成的病灶严重，也可在注后 2~3 周发 作。 钴可引起大白鼠、小白鼠和猫的慢性实验性癫痫，而猴对钴却不敏感，常选用大白鼠， 在麻醉消毒下，开颅将消毒的市售钴粉（200 筛孔）约 30mg，放在皮层运动区的前侧（面积 2 为 10mm ） ，安好电极，缝合，动物约在放置钴粉后 2～3 周，出现置钴对侧肢体发生阵挛， 少数动物于局部阵挛后出现全身发作。 点燃效应（kindling effect，KE）引起发作是一种较好的慢性实验性癫痫模型。其形 成方法是以一定的刺激强度和时间间隔刺激脑的一定部位。动物常选用大白鼠、猫、猴、兔 等。刺激强度：大白鼠杏仁核和海马为 50～400μ A，猫为 100～500μ A，猴和狒狒为 200～ 400μ A。
二、 传出神经系统药理学实验中动物的选择与应用
（一） 一般实验方法和动物的选择 在测定新药的急性毒性实验（LD50）时，动物如出现竖毛，活动增加，激动兴奋，以致 发展为强直一阵挛性抽搐，可初步考虑为拟交感药物。进而可观察其动物（或猫）血压的反 应，如兴奋α -受体，则对血压影响较大，并反射地使心率减慢，如兴奋β 受体，可见血压 下降和心率明显增快。为了较确切地区分其对α 、β 受体的作用，还可采用α 受体阻断药酚 妥拉明，β 受体阻断药心得安等作为工具。除血压实验外，尚可采用猫瞬膜，猫（或狗）在 体肠活动等实验方法。 利用一些体外实验可分析拟交感药的作用部位， 其中最敏感的实验之 一是大白鼠胃底条，此外有兔头肌、离体兔耳、豚鼠气管链、豚鼠回肠和鸡盲肠等制备。可 用已知的α 或β -受体兴奋剂作为标准， 观察它们与α 或β -受体阻断药的相互作用， 而确定 其作用部位。 乙酰胆碱具有毒蕈碱样及菸碱样作用， 前者可被阿托品阻断， 后者可被神经节阻滞药及 横纹肌松驰药阻断。凡是通过直接或间接作用兴奋副交感效应点的药物可出现流泪、流涎、 排尿和排便症候群。因此在小白鼠 LD50 实验中可获得初步印象，进而分别观察其对血压、唾 液、瞳孔及胃肠道等反应。在猫血压实验、蛙心、蛙腹直肌、水蛭背肌等标本上可检定拟胆 碱药和观察抗胆碱药的作用， 亦可用整体实验如抑制大白鼠胃溃疡， 抑制大白鼠肠内活性炭 下移等方法观察之。 （二）心血管实验 血压实验是检验传出神经系统药物极其敏感的方法，一般采用急性血压实验，动物中 以狗、猫、兔和大白鼠常用。兔不适用于降压实验，因其易于死亡。实验可用麻醉或毁脑动 物，因麻醉动物的血压常有三级波动（第一级波动，又称脉搏性波动，系每次心搏影响血压 所致，第二级波动，又称呼吸性波动，即吸气时，血压微升，呼气时血压微降；第三级波动， 系血管运动中枢以稍长间隔，兴奋性周期性改变） ，使血压升降不稳。如动物毁脑后，可排 除脊髓以上的中枢神经神经对血压的影响，只出现第一级波动，血压曲线极不平衡。 离体兔主动脉条实验： 兔主动脉上含有α -受体， 它是测定作用于α -受体药物的一个很 好标本， 已被广泛用来鉴定和分析拟交感药及其对抗药的作用。 兔主动脉制备曾试制过多种 形式，如主动脉环、片及条状等，但兔主动脉螺旋条是最合适的方法之一。此标本有较多优 点，如一个主动脉可制作 3～4 个标本，可供配对试验，对低浓度拟交感药就很敏感，组织 稳定性好，可维持较长时间。 （三）消化道平滑肌实验
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多种动物的离体肠道可用来试验传出神经药物， 一般多用离体豚鼠及兔的肠道。 豚鼠回 肠的自发活动较少，描记时有稳定的基线，适合作药物鉴定用。兔肠（尤其空肠）具有规则 的摆动运动，适用于观察药物对此动物的影响。豚鼠回肠标本加负荷后已完全松驰，因此加 入拟交感药不会使其更松驰。 离体豚鼠回肠可用于观察乙酰胆碱（Ach）和拟胆碱药的剂量－反应关系；可检定 Ach 和拟胆碱药的含量。离体兔空肠有节律性收缩活动，可观察肾上腺素（4μ g） 、去毒豆碱（2 μ g）等药物对空肠摆动运动的影响。大白鼠胃底条是检定儿茶酚胺类药物和 5-羟色胺 （5-HT）最敏感的标本。主要观察药物对胃纵行肌的作用，因标本中环形肌已切断。经检定 儿茶酚胺对其敏感度要比大白鼠子宫标本大 10～100 倍。 鸡食道由副交感神经支配， 因此离 体鸡食道标本适合于试验拟副交感药物。 由于其作用不能完全被神经节阻断药所阻滞， 故不 宜用于试验作用于神经节的药物。 （四）其它平滑肌等实验 大白鼠子宫中肾上腺素能受体主要是β -受体， 最适用于试验β 兴奋剂和β -阻断剂。 它 对异丙肾上腺素最敏感，肾上腺素次之，对去甲肾上腺素极不敏感，因此亦可用来检定含肾 上腺素与去甲肾上腺素的混合液中前者的含量。 虹膜括约肌受副交感神经支配，当此神经兴奋或应用拟胆碱药时，瞳孔缩小，抗胆碱药 使瞳孔散大，虹膜辐射肌受交感神经支配，此神经兴奋或应用拟交感药后使瞳孔散大。因此 可利用动物的瞳孔来测试某药系拟胆碱药、 抗胆碱药或拟交感药。 常选用兔和猫的瞳孔进行 试验。猫瞳孔对药物反应较灵敏。未经麻醉狗的瞳孔不稳定，拟交感药对其作用极短暂。 离体猫脾条对儿茶酚胺类很敏感，适用于检测拟交感药和α -阻滞药。脾条对拟交感药 的反应较慢，开始迅速收缩后，即缓慢上升，3～5 分钟收缩达高峰，恢复亦慢，即使接触 低浓度的拟交感药，亦需 5 分钟恢复，如用引起最大反应的浓度时，常需 2 小时才恢复。此 -5 -2 标本对异丙肾上腺素不敏感，一般浓度达 2×10 M 才出现反应，5×10 M 达最大反应。 水蛭的背肌和蛙复直肌一样， Ach 使之收缩， 用毒扁豆毒碱处理后， 对 Ach 敏感性大增， -5 此时 Ach 的剂量即使低到 10 M 或以下，亦能使悬于 5ml 浴槽中的肌肉收缩，因此适用于测 试微量的未知拟胆碱药。亦适于测定刺激神经（如猫颈上神经）后释放的 Ach 量。 蛙腹直肌标本可用来检测阻断神经肌接点的药物反应和检定 Ach 和拟胆碱药， 方法简便 易行，结果较正确。但在检定 Ach 时，在有毒扁豆碱存在的条件下，其敏感性不及豚鼠回肠 和水蛭背肌。 （五）影响传出神经递质的药物实验 1．猫瞬膜：猫的瞬膜形大且反应灵敏，因此是进行瞬膜实验首选和最适合的动物。狗 和兔虽然也有瞬膜，但形小，用药后变化较小，且兔的瞬膜反应性有不同，故后两种动物一 般不采用。瞬膜由颈上神经节后纤维支配，属肾上腺素能神经，瞬膜内存有α -受体。猫的 瞬膜标本在鉴别神经节阻滞药和α -受体阻滞药研究中也是常用的方法之一。如受试药物是 神经节阻滞药， 则刺激节前纤维和注入乙酰胆碱均无瞬膜反应， 而刺激节后纤维或注入去甲 肾上腺素仍有瞬膜反应。若受试药物是影响递质的，则刺激节前纤维、节后纤维或给乙酰胆 碱均无瞬膜反应， 给去甲肾上腺素瞬膜反应仍存在， 甚至增强其反应， 以资鉴别这两类药物。 2．兔肠系膜神经：离体兔肠系膜神经一回肠实验常选用兔的回肠制备较为合适，因为 兔肠的摆动动物（钟摆运动）波辐射较大。豚鼠的肠制备也可用，但摆动波辐小，用药后抑 制反应不易看出。猫、狗等肠壁厚，对儿茶酚胺类药物和其它药物反应迟钝，故不选用。刺 激肠系膜神经（系肾上腺素能神经）可抑制回肠的摆动运动。如受试药物能阻断这一抑制反 应， 而不影响甚至增强去甲肾上腺素或肾上腺素对回肠摆动运动的抑制作用， 则可推断该药 是肾上腺素能神经阻滞药。 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 20 页
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3．兔耳：兔耳灌流法是筛选肾上腺素能神经阻滞药和α -受体阻滞药常用的方法之一。 前一类药物能抑制耳大神经刺激引起的血管收缩反应， 使灌流量增加， 但去甲可肾上腺素或 肾上腺素引起的血管收缩反应反而增强，使其灌流量减少。根据上述作用，可以鉴别这两类 药物。 根据 1960 年 Hukoric 在离体兔耳灌流研究中认为耳大神经除含有肾上腺素能神经外， 还有少部分胆碱能神经。 用肾上腺素能神经阻滞药后胆碱能神经的作用表现得更充分， 因此， 在实验设计中，用阿托品 8μ g 阻断其毒蕈碱样作用，使其不干扰肾上腺素能神经阻滞药物 研究。 4．猫脾神经：脾神经-脾标本制备在肾上腺素能神经阻滞药或α -受体阻滞药的研究中 是常用的方法之一。前一类药使用后，刺激神经，使脾静脉血中去甲肾上腺素含量降低；后 一类药使用后，则使去甲肾上腺素含量增加，以此来鉴别两类药物。常选用猫来作此实验。 5．豚鼠下腹神经－输精管：下腹神经是交感神经节后纤维，支配输精管或子宫。该实 验在研究肾上腺素能神经阻滞药和α 受体阻滞药中是常用的方法之一。 受试药物能阻滞刺激 下腹神经引起的输精管或子宫收缩作用， 却不能影响去甲肾上腺素或肾上腺素的反应， 甚至 可增强其作用， 则可确定该药为肾上腺素能神经阻滞药。 豚鼠的输精管对交感胺的收缩反应 较子宫迅速，洗去后恢复也较快，因此常选用豚鼠作此标本进行试验。 6．兔交感神经－心房：离体兔交感神经－心房标本主要用于观察肾上腺素能神经阻滞 药的作用。刺激交感神经，引起心率加速，收缩力加强。这类药使用后，阻断上述反应，但 不能对抗去甲肾上腺素或肾上腺素对心脏的兴奋作用。此标本制备除主要选用兔外，小猫 （1～2Kg 重） 、豚鼠也可采用。 7．大白鼠血压：R.Lesic 等在大白鼠血压实验中发现毒扁豆碱能引起升压反应，而在 狗、猫、鼠等实验动物中，该药主要引起降压反应。利血平能阻断大白鼠对毒主扁豆碱的升 压作用。切除两侧肾上腺，不影响其升压反应，但横断脊柱，其升压反应立即消失。因此， 他们认为大白鼠对毒扁豆碱的升压反应可能是中枢性的， 再通过外周交感神经表现出来。 毒 扁豆碱引起的大白鼠升压反应的实验模型可用来研究影响肾上腺素能神经递质释放的药物。 如某药物使用后，再注射毒扁豆碱，其升压作用消失，但去甲肾上腺素或肾上腺素的升压作 用仍不变，甚至增强，则可能提示该药为肾上腺素能神经阻滞药。 （六）作用于胆碱受体和肾上腺素受体的药物实验 胆碱受体有 M 和 N 两种， 当 M 受体兴奋时， 表现为心率减慢， 心收缩力减弱， 血压下降， 胃肠道平滑肌收缩，瞳孔缩小，唾液分泌增加，支气管平滑肌收缩等，已知典型的 M 受体阻 滞药阿托品等能阻滞上述作用。 欲确定一个未知药是否作用于 M 胆碱受体， 其作用性质是兴 奋、抑制或阻断，可选离体豚鼠回肠、兔的瞳孔、兔的唾液腺分泌、大鼠或猫的血压、离体 蛙心和离体兔右心房等实验，与已知药匹鲁卡品或阿托品对照，即可获得明确结论。N-胆碱 受体分为 N1 和 N2 两种。N1 胆碱受体兴奋时，植物神经节兴奋及肾上腺髓质分泌。在阿托品 化猫，凡不具有血管收缩作用而能使血压升高的药物，初步可认为其作用部位在 N1 胆碱受 体。N2 胆碱受体兴奋时骨骼肌收缩，可采用水蛭背肌或蛙腹直肌标本实验，即能得到结果。 二苯羟乙酸奎宁酯（Quinuclidiny1Benzilate,QNB）是一个 M-受体阻滞药，它能与 M胆碱受体紧密结合，维持时间较长，为研究 M-胆碱受体提供了一个有效的工具。节后拟胆 碱药或节后抗胆碱药都能与 M-胆碱受体结合，因此均可降低 3H-QNB 的结合率。常选用豚鼠 的回肠作此实验。此外，还可选用豚鼠的心脏、肺脏、脑及脾脏，这些组织匀浆均具有与 3H-QNB 结合的 M-胆碱受体。但在肝脏、肾脏及膈肌则不存在与 3H-QNB 结合的 M 受体。 肾上腺素受体有α 和β 两种，当α 受体兴奋时，表现为皮肤、粘膜及内脏血管收缩，胃 肠道平滑肌松弛，瞳孔散大，瞬膜收缩，子宫收缩等。已知典型的α 受体阻滞药酚妥拉明和 妥拉苏林等能阻断上述作用。 常选用离体兔主动脉条、 离体豚鼠或大鼠输精管、 离体猫脾条、 离体大白鼠胃底条、离体兔空肠等作α 受体作用实验。β 受体兴奋时，表现为心率加快，心 收缩力加强，传导加速，骨骼肌血管和冠状动脉扩张，胃肠道平滑机松弛，支气管扩张，糖 原和脂肪分解等。由于β 受体又分β 1、β 2 两种，对于这两种亚型受体作用的观察，一般是 以心脏效应作为观察β 1 受体作用，而以气管、支气管效应作为观察β 2 受体作用。已知典型 的β 受体阻滞药心得安等能阻断上述作用。常选用离体蛙心、离体原位蛙心排出量、兔心灌 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 21 页
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注、在位猫（或兔）心实验、兔（豚鼠）离体心房实验、离体大白鼠子宫、离体豚鼠气管片 等作β 受体作用实验。 未妊娠兔的离体子宫对α 受体兴奋药十分敏感， 可使之强烈收缩， 故可用于鉴定α 受体 兴奋药或阻滞药。 脂肪组织存在β 受体， 凡能兴奋β 受体的药物均能引起游离脂肪酸的释放 增加。如预先加入β 受体阻滞药，则可使游离脂肪酸的释放量明显减少，甚至完全阻断，故 此法亦用来鉴定作用于β 受体的药物。 常选用不饥饿的雄性大白鼠， 麻醉下取其副睾脂肪垫 作实验。子宫平滑肌收缩为α 受体兴奋反应，目前常选用兔子宫平滑肌膜与 3H-DHE（即 3H-Dihydrocryptne,是一个α 受体阻滞药）进行体外培养，3H-DHE 与子宫平滑肌膜上α 受 体结合，25℃不超过 17 分钟，即能完全达到结合，而且结合稳定性较好，至少可维持 39 分钟，常用来鉴定α 受体。 （七）骨骼肌松弛药实验 在进行神经肌接点阻断药试验研究时， 动物品种的选择是十分重要的， 因神经肌接点阻 断药的效应有明显的动物种属差异，只有选用在反应性质和程度与人相似的动物进行实验， 所得结果才对临床用药有较高的参考价值。 不同种动物对同一种神经肌接点阻滞药的反应不同，如猫、狗、兔、大白鼠对十烃季铵 和筒箭毒的敏感性各不相同。 不同种属动物对神经肌接点阻断药反应的差异不仅表现在作用 强度上，而且反应在作用性质上，如猫对琥珀酰胆碱、十烃季铵的反应与人近似，呈单纯去 极化型阻断作用，而在兔、豚鼠、大白鼠常表现为双相阻断作用。鸡对十烃季铵特别敏感， 大白鼠对筒箭毒敏感，人对十烃季铵与筒箭毒的反应介于猫与狗之间而与猫近似。虽然蛙、 兔、小鸡、小白鼠等动物在神经肌接点阻断药的试验研究上各有应用价值，如蛙可在不用人 工呼吸的条件下作用于观察神经肌接点阻断药的作用， 小鸡可用于区别去极化型阻断药与非 去极化型阻断药， 兔垂头法可用于观察神经肌接点阻断药的效应和鉴定其效价， 小白鼠用于 神经肌接点阻断药的初筛， 但以猫对神经肌接点阻断药的的反应与人最近似， 故猫是必不可 少的实验动物，但也不是一切实验均需要在猫身上进行。
第二节 心血管系统药物实验方法
一、动脉粥样硬化模型
常选用兔、猪、大鼠、鸡、鸽、猴和犬等动物。常用的复制方法有下面几种（包括高血 脂模型）： 1．高胆固醇、高脂肪饲料喂养法：是目前比较常用的方法，特点是死亡率低，可长期 观察，但费时久。一般在家兔、鸽、鸡等，经数周喂养就可产生明显的高脂血症，经数月就 能形成早期的动脉粥样硬化病变。大白鼠、小白鼠及犬则较难形成，如果饲料中增加蛋黄、 胆酸和猪油等， 可有促进作用。 为了促进病变的形成， 在高脂饲料中还可加入甲基硫氧嘧啶、 丙基硫氧嘧啶、甲亢平、苯丙胺、维生素 D、烟碱或蔗糖等。 饲料中再加入 0.3%的胆酸，连饲 7 天，血清胆固醇可高达 530±36mg%。鸡、鸽诱发模 型：4～8 周的莱克享鸡，在饲料中加入 1～2%胆固醇或 15%的蛋黄粉，再加 5～10%的猪油， 经过 6～10 周，血胆固醇升至 mg%，胸主动脉斑块发生率达 100%。鸽喂饲胆固醇 3g/kg/天，加甲基硫氧嘧啶 0.1g，可以产生较多动物斑块。 2．免疫学方法：将大白鼠主动脉匀浆给兔注射，可引起血胆固醇、β -脂蛋白及甘油三 脂升高。给兔注射马血清 10ml/kg/次，共 4 次，每次间隔 17 天，动脉内膜损伤率为 88%， 冠状动脉亦有粥样硬化的病变；同时给予高胆固醇饲料，病变更加明显。兔喂饲含 1%胆固 醇的饮料，静脉注射牛血清白蛋白 250mg/kg，可加速高胆固醇饲料引起的动脉内膜病变形 成。 3．注射儿茶酚胺类药物法：给兔静脉滴注去甲肾上腺素 1mg/日，时间为 30 分钟。一 种方法是先点滴 15 分钟，休息 5 分钟后再滴 15 分钟；另一方法是每次点滴 5 分钟和休息 5 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 22 页
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分钟，反复 6 次。以上两种方法持续两周，均可引起主动脉病变，呈现血管壁中层弹性纤维 拉长、劈裂或断裂，病变中出现坏死及钙化。 4．注入同型半胱氨酸法：给兔皮下注射同型半胱氨酸硫代内脂（dl-homocysteine thiolactone）20～25mg/kg/日（以 5%葡萄糖溶液配成 1mg/ml 的浓度），连续 20～25 天， 成年兔及幼兔均可出现动脉粥样硬化的典型病变。 冠状动脉管腔变窄、 动脉壁内膜肌细胞增 生、 纤维组织增生、 弹力纤维断裂、 管壁变厚、 基质中出现成堆的颗粒状和纤维状异染物质。 如在饲料中加入 20%的胆固醇，再同时注射同型半胱氨酸硫代内脂，则全部动物出现显著的 动脉粥样硬化病变。 5．注射表面活化剂法：给大白鼠腹腔注射 Triton WRmg/kg，9 小时后使血清 胆固醇升高 3～4 倍；20 小时后雄性大白鼠血清胆固醇仍为正常的 3～4 倍，而雌性大白鼠 却为 6 倍左右；用药后 24 小时左右升脂作用达最高点，48 小时左右恢复正常。其中以甘油 三脂升高最强，其次是磷脂、游离脂肪酸及游离胆固醇，对胆固醇脂没有影响。 6． 胆固醇一脂肪乳剂静脉注射法： 将胆固醇及猪油各 3g 在电磁加热搅拌下完全溶解后 加入吐温-803g， 搅匀， 再缓缓加入丙二醇 5ml 和沸水的混合液， 充分搅拌乳化， 使成 100ml， 经抽滤后显微镜下检查， 乳剂颗粒均匀， 并小于 7～8μ m 即可应用。 给兔耳缘静脉注射 5ml/kg, 可见血浆胆固醇及甘油三酯立即升高。 总胆固醇升高至正常的 6 倍， 其中主要是游离胆固醇， 游离胆固醇和总胆固醇的比值为 90%。以后血浆总胆固醇逐渐降低，6 小时时出现一低峰， 后略有回升。3～4 天后游离胆固醇和总胆固醇的比值接近正常（40%左右），直到 7～14 天 血浆胆固醇恢复正常。 7．幼乳大白鼠法：一般乳幼大白鼠的血清胆固醇高于成年大白鼠的 2～3 倍，这是由于 乳汁中脂肪含量很高，而甲状腺功能尚不健全的缘故。若用一般饲料取代乳汁喂养，则血清 胆固醇很快就能降至正常成年大白鼠的水平。选用出生 25 天的乳幼大白鼠，雌雄兼用，体 重 30～50g，在不脱离母鼠乳汁喂养的条件下，进行实验观察药物的降血胆固醇作用，与对 照组比较效果。 一般认为这种高胆固醇血症对甲状腺素及其衍生物类药物非常敏感， 而对某 些胆固醇生物合成抑制剂则不敏感。 8．其它方法：还有许多因素可诱发高脂血症及动脉粥样硬化症。例如使动物脑部缺血、 电刺激中枢神经系统、高度应激状态、鸟类应用大剂量雌激素和暴露于一氧化碳环境、气囊 导管损伤动脉壁内皮细胞等。 各种高脂血症、动脉粥样硬化症动物模型的特点：除田鼠和地鼠外，一般温血动物只要 用适当的方法，都能形成动脉粥样硬化的斑块病变。 ⑴兔 是最早用以制造高脂血症和动脉粥样硬化症模型的动物，至今仍然多被采用。它 对外源性胆固醇的吸收率高，可达 75～95%，大白鼠仅为 40%，对高血脂的清除能力低，静 脉注入胆固醇后脂血症可持续 3～4 天，大鼠仅为 12 小时，狗介于两者之间。只要给兔含胆 固醇较高的饲料，不必附加其它因素，经 3～4 月即可形成明显的动脉粥样硬化症，而且与 人体发生的病变相似，取血检查也较方便。但是也有些缺点，如必须使血清胆固醇达到很高 的水平才能形成斑块，而这时内脏易于发生脂质沉着，动物寿命短，敌抗力差，容易继发感 染而死亡。再者，兔为草食动物，其酯代谢与人体的酯代谢差异较大；实验发现其冠状动物 病变主要呈现在心脏的小动脉，而人主要发生在冠状动脉的大分支。 ⑵大白鼠 应用大白鼠建立高血脂及动脉粥样硬化模型，有饲养方便、抵抗力强、食性 与人相近的优点。所形成的病理改变与人早期者相似，不易形成酷似人体的后期病变，较易 形成血栓。 正常大鼠的血清胆固醇平均值为 92.67±1.87mg%。单纯在饲料中增加胆固醇，不易引 起血清胆固醇升高， 更不易发生动脉粥样硬化症， 必须在饲料中同时加入胆酸以增加胆固醇 的吸收，始能出现高胆固醇血症，如再加抗甲状腺药物；可使血清胆固醇进一步升高。 ⑶小白鼠 用小白鼠制造实验模型也有较容易饲养和节省药品的优点，但是取血不便， 难作动态观察，所以较少采用。 ⑷鸡 鸡为杂食动物，食物品种接近于人，仅在普通饲料中加入胆固醇，就可形成动脉 粥样硬化斑快。病变发生较快，在斑块中有时伴有钙化和形成溃疡。 ⑸鸽 与鸡相似，饲料简单，在饲料中加入胆固醇即易产生主动脉粥样硬化斑块，并可 发生心肌梗死。由于鸽的品种不同，动脉粥样硬化斑块的性质可有很大差异，可能是个体之 间脂肪酶的活性不同所致。 ⑹猴 猴与人的情况很相近，无论其正常血脂、动脉粥样硬化病变的性质和部位、临床 症状以及各种药品的疗效关系等，都与人体的非常相似。但是进一步研究发现，其不同的种 属对动脉粥样硬化的敏感程度有所不同。一般认为猕猴更为理想，给予高脂饮食 1～3 个月 后，血清胆固醇水平即可达 300～600mg%，并同时发现动脉粥样硬化，且可产生心肌梗死。 动脉粥样硬化病变的部位， 不仅在主动脉， 也呈现在冠状动脉、 脑动脉、 肾动脉及股动脉等。 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 23 页
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⑺猪 猪可能是动脉粥样硬化研究较理想的动物，因为某些品种的老龄猪在饲喂以人的 残}剩饭后能产生动脉、冠状动脉和脑血管粥样硬化病变，与人的病变非常相似。单用高胆 固醇、高脂肪饲料喂养，容易在相对较短的时间内（9～18 个月）产生实验性动脉粥样硬化。 此外， 进行性的主动脉和冠状动脉粥样硬化可以用探针刺伤加上高胆固醇、 高脂肪饲料即能 很快产生。猪模型的其它优点包括解剖学和生理学与人类相似，动脉结构相似，有若干确认 的品种可供利用，多胎多仔，杂食习性等，其体形大小亦足能供各种外科手术和临床评价之 用。 猪也特别适合于研究应激因素与动脉粥样硬化的关系。 猪模型的缺点是饲养要花一定代 价，人工产生动脉粥样硬化需要类脂质代谢有一定改变，或动脉受到损伤的基础。
二、高血压模型
1934 年，Goldblatt 曾证实，狭窄狗肾动脉可产生持续性高血压，这一实验研究引起了 人们的普遍重视。随后，世界各地相继开展了高血压病的动物实验研究，建立了不同的高血 压动物模型， 并提出了各种有关高血压病病原的学说。 急性实验性高血压模型常选用狗、 猫、 大白鼠、家兔和猴。复制的方法很多，如直接刺激中枢神经系统，通过神经反射、外源儿茶 酚胺类或其它加压物质注射等。这类模型造成的高血压时间短，不适于长时间的研究。应复 制慢性实验性高血压模型。除遗传性高血压动物模型较能模拟人类高血压病的自然过程外， 其它各类慢性实验性高血压动物模型（如神经原型、肾型、内分泌型和饮食型等），大多要 经过一定的手术、药物或其他附加因素处理，与人类高血压病的临床不完全一致，但是对于 筛选有效降压药仍然是十分重要的实验手段。 实验中常用的动物为大白鼠和狗， 猴来源不易， 家兔血压升高不够显著，故后两种动物较少应用。 （一） 神经原性高血压 可选用狗、 大白鼠和家兔等， 通过机能性方法或物理方法作用于动物神经系统而诱发条件反 射性高血压和皮层性高血压模型。 选用出生后的小白鼠诱发隔离性高血压， 如采用大白鼠隔 离饲养， 高血压发生率和血压升高程序均不及小白鼠显著。 大灰鼠长时期处于噪音或钥匙叮 焐碳ぴ斐傻奶葱越粽徘榭鱿拢捎辗⑸窬愿哐梗肴说母哐共∠嗬嗨疲 适用于降压药物的筛选。大灰鼠正常平均收缩压±标准差为 113±8mmHg，噪音刺激 3 个月 后升高到 130～140mmHg，有 40%的动物收缩压高达 160mmHg。采用大白鼠与家鼠杂交所生的 大灰鼠，比纯种大白鼠较易起听源性高血压。大灰鼠以选用 120 天年龄的适宜。选用狗或兔 小脑延髓池内注入白陶土生理盐水混悬液，可使动物颅内压升高，随后血压亦逐渐升高，血 压高峰值可超过原值 50～80mmHg，并可恒定地维持几个月，但此法诱发高血压的百分率不 超过半数。去抑制性高血压，常选用家兔，切断其主动脉的减压神经，或选用狗，切断颈动 脉窦区神经所引起的高血压。采用狗进行实验时，最好选择宽脸面的狗，因为这种狗较易找 到颈动脉窦。 （二） 慢性实验性高血压 遗传性高血压，家兔和大白鼠遗传性高血压均属多基因遗传。选择收缩压高于 160mmHg 的家兔，进行同系近亲繁殖，可使半数仔兔出现高血压。目前培育成功的遗传性高血压大白 鼠鼠种甚多，如由 Okamoto 等培育成功的京都种大白鼠 SHR，由 Smirk 等培育成功的新西兰 种大白鼠 GHR， 由 Bianchi 等培育成功的米兰种大白鼠 MHS， 由 Dahl 等培育成功的 Brookhaven 种高血压敏感大白鼠 HSR。此外，Okamoto 还培育了一些亚种。遗传性高血压大白鼠寿命明 显缩短。 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 24 页
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（三） 肾性高血压 常选用狗、家兔和大白鼠，将动物一侧肾动脉狭窄，肾动脉血流量减少 50%以上或 同时狭窄两侧肾动脉， 均可导致血压长期升高。 狭窄家兔肾动脉分枝部上方的腹主动脉， 或造成肾脏小动脉及其分枝的多发性栓塞， 均可形成高血压。 采用玻璃纸或橡皮膜包裹 肾脏，或在肾周围间隙中注入火棉胶，或采用乳胶薄膜条或丝线 8 字形绕肾门结扎，均 可使狗、家兔或大白鼠血压持久性升高。 1. 实验性肾动脉狭窄性高血压 基本原理:肾动脉狭窄导致肾脏缺血，肾素合成增多，血中肾素含量增高，使血压升高。 将狗或家兔麻醉后，腹卧位，从脊柱旁 1.5～2cm 处开始，右侧顺肋骨缘，左侧在离肋 骨缘约两指宽的地方作 4cm 长的皮肤切口，分离皮下组织和腰背筋膜，切开内斜肌腱膜，推 开背长肌，暴露肾并小心地钝性分离出一段肾动脉，选用一定直径的银夹或银环（6～8kg 狗所用的环直径为 0.8～1.2mm，家兔用的环直径为 0.5～0.8mm）套在肾动脉上造成肾动脉 狭窄。如一侧肾动脉狭窄，则应将另一侧肾摘除，后一手术在间隔 10～12 天后进行。手术 后几天，血压开始升高，1～3 月后血压升达高峰，并可长期维持下去。例如家兔手术前血 压平均值为 100mmHg， 手术后 2 周升到 125mmHg， 1 个月后升到 135mmHg， 2 个月后可升达 140～ 194mmHg。国内有主张从腹中线作切口，一次手术使两侧肾动脉狭窄。血压升高速度和程度 取决于肾动脉狭窄的程度，当肾动脉过度狭窄时，会造成恶性高血压，并使动脉迅速死亡。 一般狭窄血管口经的 1/4～1/3 为宜。此种肾型高血压模型与临床高血压病的改变相同，对 降压药效果也与临床病人相等。 常选用狗、家兔和大白鼠，将动物一侧肾动脉狭窄，肾动脉血流量减少 50%以上或同时 狭窄两侧肾动脉，均可导致血压长期升高。大白鼠麻醉后，仰卧位，从腹中线旁开 1～2cm 作 2.5cm 长的皮肤切口， 剪开腹部肌肉， 选用适合直径的银夹或银环套在肾动脉上造成肾动 脉狭窄。一般狭窄血管口经的 1/4～1/3 为宜。此种肾型高血压模型与临床高血压病的改变 相同，对降压药效果也与临床病人相等。 2. 肾外包扎高血压 基本原理 肾外异物包扎， 可致肾周围炎， 在肾外形成一层纤维素性鞘膜， 压迫肾实质， 造成肾组织缺血，使肾素形成增加，血压上升。选用 120～150g 大白鼠，麻醉后，皮肤消毒， 从第 10 胸椎到第 3 腰椎处沿脊椎中线切开皮肤， 在左侧季助下 1.5～2cm 和距脊椎 1cm 处用 小血管钳分开肌肉，用两脂从腹下部将肾脏自创口中挤出，小心地将肾脏与周围组织剥离， 将自制的双层乳胶薄膜剪成“X”形，绕肾门将肾脏交叉包扎，然后在相对侧切开，取出右 肾，分离后切除，分别缝合肌肉和皮肤创口。皮下注射 1～2 万单位青霉素 G。术后可加饮 1%氯化钠溶液作为促进因素，约经 20 天，有 70%以上的大白鼠出现高血压。收缩压一般可 升高 50%以上。 （四） 内分泌型高血压 1942 年 Selye 首先证明脱氧皮质酮（DOC）可引起小鸡高血压，附加氯化钠饲料可使高 血压加剧。哺乳动物如大鼠等，单用大剂量 DOC 不易引起高血压，常需事先切除一侧肾脏和 附加 1%氯化钠饲料，才能引起持续性高血压。雌鼠较雄鼠易于诱发高血压。大白鼠体重以 100～150 克适宜。选用狗和大白鼠注射垂体前叶提取物或给家兔静脉注射垂体后叶加压素 0.5～0.7 毫克，数周后可引起血压上升。
三、心肌缺血和心肌梗塞模型
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复制动物心肌缺血和心肌梗塞模型的方法很多， 其中最常用的是结扎冠状动脉法， 有的 结扎左旋冠脉，但多数是结扎左前降冠脉，鉴于结扎冠状动脉主干死亡率高，故亦有使用多 处结扎的方法，即同时结扎几处的冠脉分支，以形成一个梗死区域。经验证明，结扎的冠状 动脉，受其分布的心肌范围和该区内是否有其他冠状动脉分支，而决定着心肌梗塞的面积， 结扎方法是建立很早而至今还普通使用的方法。此外，还有用油质、石松子孢或汞等作弥散 性冠状动脉微栓塞或选择性冠状动脉梗塞的。 前者大多是在早年使用的方法， 近年来发明制 造了塑料微粒手术，以其数量的多少和球体的大小，来决定不同范围的梗塞区。后者则以某 支冠状动脉为目标，通过导管术输入颗粒样或小球类异物，这种方法要求技术熟练，条件严 格。还有通电造成冠状动脉内栓塞等方法。但这些方法因受多种条件限制，使用得还不多。 近年来为建立一种逐渐发生发展的心肌梗塞模型， 较为广泛地使用了一种遇水膨胀的纤 维素环（Ameriod），这种纤维素环套在预期闭塞的冠状动脉上，环外边以金属圈（如不锈 钢）固定起来，手术后两周或更长的时间内可将冠状动脉逐渐闭塞。这种模型制造较易，动 物生存率高。但即是使用这样的方法，仍然缺乏人类的动脉粥样硬化的病理学基础。近来有 报告指出，家猪可以喂饲高脂饮食形成冠状动脉的粥样硬化，引起心肌缺血，又可以通过改 变饮食或治疗使动脉粥样硬化的斑块消退。看来，这是值得注意探索的目标。 复制心肌梗塞模型所选用的动物， 大多为哺乳类动物， 其中最常用的是犬。 其他还有兔、 小牛、猪、豚鼠、大鼠等。狗的体积大小适中，性情温顺易于训练。但狗的冠状血管结构和 人相比，有较大差异，尤其是犬冠状动脉变异多，侧支吻合丰富，室间隔动脉特别发达等， 常使研究人员苦恼。近年报导，猪冠状循环系统结构酷似人类，故提倡用家猪或小猪作心肌 梗塞的实验研究，但国内尚未见到报告。其他小动脉兔、鼠等，体积过小，取材受限，故除 特定条件以外使用的不多．灵长类动物狒狒、猴子当然有其他动物不可比拟的优越性，但其 材料难得，不易普通使用。 （一） 电 刺 激 法 电刺激法是近年建立的一种造成动物实验性心肌缺血的较新方法。 实验一般用成年雄性 家兔， 麻醉后用定向仪插入两支涂绝缘漆的不锈钢针， 以弱、 强刺激 （弱刺激为 0.8～1.6mA， 强刺激为 4～8mA）交替刺激右侧下丘脑背内侧核，每次刺激 5 分钟，间隔 1～3 分钟。 （二） 药 物 法 药物法为近年来采用的一种方法。最常使用的造型药物为 4%异丙基肾上腺素，给大鼠 皮下注射 50mg/kg 体重；或将药物加入 500ml 盐水中从家兔耳静脉匀速（4 小时）滴入，每 公斤体重可分别给药 10、20、30mg，或直接将药物注入腹腔均可造型。也可用麻醉犬静脉 给予麦角新硷 0.2mg/kg 体重，造成冠状动脉痉挛。 （三） 冠 脉 阻 断 法 结扎冠状动脉是制作心肌梗塞模型的最常用方法。 一般选用成年健康犬或家兔， 麻醉后 开胸，多结扎其冠状动脉前降支阻断心肌供血，引起病变；也有人采用闭胸式选择性冠状动 脉插管法， 即在荧光屏下将心导管由麻醉犬的颈动脉切口处插入， 沿主动脉壁直抵左窦底部， 将其尖端送至左冠状动脉内约 2cm 深处，向导管内注入 120mg/kg 体重的汞，形成急性心肌 梗塞。 亦有人用冠状动脉周围套线牵拉法使其不完全阻断， 以形成家兔急性缺血性濒危心肌 模型。 为了更接近自然状态下心肌缺血的变化， 近来有的单位用清醒犬作急性缺血和梗塞模 ---------------------------------------------------------------------------------------------------------------------硕士研究生教材 共 85 页 第 26 页
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型。先将犬麻醉，然后分离冠状动脉长约 10 毫米，套上冠状动脉压迫环，用注水压迫阻断 冠状血流，观察犬在清醒状态下的心肌缺血反应与药物效应。此外，还有人用离体大鼠心脏 冠脉结扎复制出超微结构的心肌缺氧损伤模型。
四、心律失常模型
根据不同的实验目的， 既可在整体动物身上复制心律失常， 也可用离体心脏或心脏某部 分组织块体外灌流复制心律失常。常用的复制方法，有下列几种： (一) 心房扑动和颤动性心律失常 制作心房扑动和颤动性心律失常模型时，常选用猫等动物，麻醉后开胸，暴露心脏，在 人工呼吸下进行实验。可用高频率电直接刺激心房壁，使每次刺激落在心房肌复极时 R 或 S 波间隔；乌头硷溶液涂抹心房外面局部；挤压动物上下腔静脉间的部位，同时给予电刺激； 窦房结动脉内注入乙酰胆硷或甲状腺素制剂等。 或采用动物整体闭胸条件下， 阻塞呼吸道或 吸入低氧气体。 也可采用离体心房组织块作实验， 将含有窦房结的哺乳动物的离体心房组织 块浸放于低钾溶液内。 （二） 心室心动过速和心室颤动性心律失常 制作心室心动过速和心室颤动性心律失常模型多选用狗、猫或兔、大鼠等，采用整体心 脏（开胸或闭胸）进行实验。常使用造型药物为乌头硷、洋地黄及肾上腺素。一般使用乌头 硷缓慢静脉注射造型。剂量：家兔 100～150μ g/kg，大鼠 30～50mμ g，小鼠 5mμ g。也可 使用中毒剂量的洋地黄类药物造型。还可使用高浓度的肾上腺素（豚鼠 40μ g/kg，猫、犬 100μ g/kg）快速静注，可造成动物多源性早搏、短阵性室性心动过速等。这类模型可用于 筛选抗心律失常药物。 其优点为心律失常在几分钟自行消失， 因此同一动物可反复多次进行 心律失常实验，便于观察抗心律失常药物作用的持续时间，并可进行自身对照。 （三） 房室传导阻滞和房室交接区传导异常性心律失常 制作房室传导阻滞和房室交接区传导常性心律失常模型多选用狗、 猫， 在麻醉开胸暴露 心脏的情况下， 于距犬心尖部 1.5～2cm 处的左室心肌内注入热生理盐水 （80～90℃） 或 95% 酒精、25%硫酸 10～